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Einheit 3: Pflanzenphysiologie und -regulation - Biologie

Einheit 3: Pflanzenphysiologie und -regulation - Biologie



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Pflanzenphysiologie konzentriert sich auf die Chemie und Physik der Funktionsweise von Pflanzen. Pflanzen brauchen Böden für mineralische Nährstoffe und Wasser, und biogeochemische Kreisläufe füllen die Böden mit diesen Nährstoffen wieder auf. Sobald Wasser und Mineralien aufgenommen sind, müssen sie durch das Xylem transportiert werden, und diese Bewegung wird durch den Verlust von Wasserdampf aus den Blättern angetrieben (Transpiration) und die kohäsiven und adhäsiven Eigenschaften von Wasser. Ebenso zuckerreich assimilieren muss verschoben werden, oder transloziert, durch das Phloem. Fünf Haupttypen von Hormone in Pflanzen sind für die Weiterleitung von Nachrichten im gesamten Pflanzenkörper verantwortlich. In dieser Einheit finden Sie Beispiele dafür, wie Pflanzen regulieren ihre inneren Bedingungen, sei es die Kohlendioxidkonzentration in den Blättern; die Positionierung von Stängeln, Wurzeln und Blättern; oder die Bewegung und Retention von Wasser (Abbildung 1).

Namensnennung

Melissa Ha (CC-BY-SA)

  • 13: Photosynthese und Atmung
    Photosynthese ist der Prozess, bei dem Pflanzen, Algen und photosynthetische Bakterien Kohlendioxid einfangen und Zucker mithilfe von Lichtenergie synthetisieren. Als Nebenprodukt wird dabei Sauerstoff freigesetzt. Es gibt zwei Schritte der Photosynthese: die lichtabhängigen Reaktionen und die lichtunabhängigen Reaktionen. Zucker wird im Allgemeinen durch den Prozess der aeroben Zellatmung abgebaut, um nutzbare Energie freizusetzen.
  • 14: Umweltreaktionen
    Tiere können auf Umweltfaktoren reagieren, indem sie an einen neuen Standort ziehen. Pflanzen hingegen sind fest verwurzelt und müssen auf die umgebenden Umweltfaktoren reagieren. Pflanzen verfügen über ausgeklügelte Systeme, um Licht, Schwerkraft, Temperatur und körperliche Berührung zu erkennen und darauf zu reagieren. Rezeptoren nehmen Umweltfaktoren wahr und leiten die Informationen an Effektorsysteme weiter – oft über zwischengeschaltete chemische Botenstoffe – um Pflanzenreaktionen auszulösen.
  • 15: Ernährung und Böden
    Essentielle Elemente sind diejenigen, die für das Pflanzenwachstum benötigt werden. Pflanzen gewinnen viele essentielle Elemente aus dem Boden, einer Matrix aus organischem Material, anorganischem Material, Luft und Wasser. Diese Elemente durchlaufen Nährstoffkreisläufe, was ihre Verfügbarkeit beeinflusst.
  • 16: Hormone
    Hormone sind chemische Fernsignale in Pflanzen. Sie koordinieren viele Reaktionen, einschließlich Wachstum, Fortpflanzung, Ruhe und Stressreaktionen. Die fünf Hauptkategorien von Pflanzenhormonen sind Auxine, Cytokinine, Gibberelline, Abscisinsäure und Ethylen.
  • 17: Transport
    Die Struktur von Pflanzenwurzeln, Stängeln und Blättern erleichtert den Transport von Wasser, Nährstoffen und Photosynthese durch die Pflanze. Phloem und Xylem sind die Hauptgewebe, die für diese Bewegung verantwortlich sind. Wasserpotential, Evapotranspiration und Stomataregulation beeinflussen den Transport von Wasser und Nährstoffen in Pflanzen. Um zu verstehen, wie diese Prozesse funktionieren, müssen wir zuerst die Energetik des Wasserpotentials verstehen.
  • 18: Entwicklung
    Unter Entwicklung versteht man den Prozess, durch den sich eine Pflanze im Laufe ihres Lebens verändert. Das Wachstum erfolgt an apikalen, primären und lateralen Meristemen. Embryogenese ist die Entwicklung des Embryos im Samen. Ein reifer Samen besteht aus der Samenhülle, die den Embryo umgibt, die typischerweise ein Epikotyl, Hypokotyl, Keimwurzel und Cotelydon enthält, aber die genaue Struktur unterscheidet sich zwischen Eudikotylen und Monokotyledonen. Nach der Keimung nimmt die Pflanze das Wachstum wieder auf. Eine ausgewachsene Pflanze blüht nach dem ABCDE-Modell.

Miniaturbild: Eine normale Arabidopsis Pflanze (links) und eine Mutante, die nicht richtig auf das Hormon Auxin reagiert. Bild von William M. Gray (CC-BY).


AGRC2007 - Pflanzenbiologie (2021)

Auf dem Campus Lismore wird es für alle Studenten ein 2-tägiges obligatorisches Wohnheim geben. Weitere Informationen zu den Fahrplänen finden Sie unter http://www.scu.edu.au/timetables. Um diese übergeordnete Bodeneinheit zu absolvieren, müssen die Studierenden über ein fundiertes Verständnis der Bodenprozesse und der ihnen zugrunde liegenden Chemie verfügen. SOIL2001 - Bodenprozesse

Allgemeine Anfragen

Zukünftige Studierende:
T: 1800 626 481
E: Senden Sie Ihre Anfrage hier per E-Mail

Studierende einer Bildungskooperation:
Bitte wenden Sie sich an Ihre zuständige Institution

Diese Einheit wird in folgenden Kursen angeboten


Titel der Sonderausgabe: Lücken schließen und neue Wege für die Kaliumforschung in der Pflanzenbiologie eröffnen

Kalium (K + ) ist einer der wichtigsten Makronährstoffe, die in einer Vielzahl biochemischer und physiologischer Prozesse während des Pflanzenwachstums und der Pflanzenentwicklung benötigt werden. Die Essentialität von K + in Pflanzen hängt auch mit seiner Rolle bei der Anpassung von Pflanzen an abiotischen Stress wie Salzgehalt, Trockenheit, osmotischer Stress, Schwermetalle, extreme Temperaturen usw. zusammen. Die Exposition von Pflanzen gegenüber abiotischem Stress löst eine Störung der K + -Homöostase aus und induziert eine Feedback-Kontrolle der Expression und posttranslationalen Regulation verschiedener K + -Kanäle und -Transporter, um die K + -Aufnahme zu optimieren. Die Aufrechterhaltung der zytosolischen K + -Homöostase unter Stress hat sich als wichtige Stresstoleranzstrategie herausgestellt.

Heute sind die Informationen über die Signalfunktion von K + bei der Regulierung des Pflanzenwachstums und unter abiotischem Stress noch vage. Daher würde die Forschung, die sich auf die Interaktion von K + mit intrazellulärem Kalzium (Ca 2+ ), reaktiven Sauerstoff- und reaktiven Stickstoffspezies (ROS/RNS), Polyaminen, Phytohormonen und Gasotransmittern konzentriert, diese Informationslücke definitiv schließen. Darüber hinaus wäre die Verwendung funktioneller genomischer Ansätze und Omics-Technologien von erheblicher Bedeutung, um die Position von K + in der Abfolge von Ereignissen während Stresssignalkaskaden zu entschlüsseln. Das vorliegende Sonderheft soll die Signalfunktion von K + und seine Interaktion mit anderen Signalmolekülen, Phytohormonen, Kohlenhydraten und Nährstoffen bei der Regulierung des Wachstums und der Vermittlung von Pflanzenanpassungsreaktionen auf abiotischen Stress hervorheben. Zu den wichtigsten Aspekten dieser Sonderausgabe gehören unter anderem:

  • Kaliumsensorik und -signalisierung in Pflanzen
  • Regulation der Expression und Aktivität von K + -Kanälen und Transportern
  • Entschlüsselung von physiologischen und biochemischen Signalwegen mit K + für Stresstoleranzmechanismen in Pflanzen
  • Regulation von K + -abhängigen Enzymen, die an pflanzlichen adaptiven Reaktionen auf abiotischen Stress beteiligt sind
  • Erforschung genetischer und molekularer Ansätze zur Aufklärung der Signalfunktion von K + in der Pflanzenbiologie
  • Identifizierung von Zielgenen, die K + -Kanäle und -Transporter regulieren, mithilfe des CRISPR/Cas9-Systems
  • Einfluss von K + -Verhungern auf photosynthetische Parameter und andere wichtige Stoffwechselprozesse

Gastredakteure

1. Assoziierter Prof. Dr. M. Nasir Khan

Umweltforschungsstelle, Mathematisch-naturwissenschaftliche Fakultät

Universität Tabuk, Saudi-Arabien

2. Dr. Vijay Pratap Singh

AssistenzprofessorIn

Ein konstituierendes Postgraduiertenkolleg der Universität Allahabad

3. Prof. Francisco J. Corpas

Institut für Biochemie,

Zell- und Molekularbiologie der Pflanzen,

Estación Experimental del Zaidín,

CSIC, C/Profesor Albareda 1, E-18008 Granada, Spanien

Institut für Biochemie,

Molekular- und Zellbiologie der Pflanzen,

Forschungsgruppe Ionenhomöostase und Membrantransporter

Estación Experimental del Zaidín

Consejo Superior de Investigaciones Científicas (CSIC), Spanien

Zeitleiste
Einreichung des vollständigen Manuskripts: Bis 25. Oktober 2021


Anerkennung der Pflanzenphysiologie, Autorin Lina Castano-Duque

Ich begann meine Bachelor-Ausbildung im Biologie-Programm an der Universidad del Valle in Cali, Kolumbien. Nach meiner Einwanderung in die USA wechselte ich an die University of Nevada, Reno, zum Programm für Biochemie und Molekularbiologie, wo ich meinen B.A. im Jahr 2010. Ich habe mein Studium an der Pennsylvania State University abgeschlossen, wo ich meinen Ph.D. in Pflanzenbiologie im Jahr 2017.

Nichtwissenschaftliche Interessen:

Wenn ich nicht recherchiere, liebe ich es, aktiv zu bleiben, meine Lieblingsbeschäftigungen sind Schwimmen, Laufen, Volleyball spielen, Tanzen und Reisen (was vor COVID-Zeiten einfacher war).

Im Alter von achtzehn Jahren zog ich von Cali, Kolumbien, in die Vereinigten Staaten, um politisch motivierter Gewalt zu entkommen, die meine Familie persönlich berührte. Hier angekommen, musste ich die Sprache lernen und den College-Transferprozess durchlaufen, um meine Bachelor-Ausbildung an der University of Nevada, Reno, wieder aufzunehmen. Es war sehr schwierig, eine ausländische Institution zu betreten, um als Latina-Einwanderer ein von Männern dominiertes Feld zu verfolgen und gleichzeitig zu lernen, sich in einem neuen Land anzupassen. Trotz dieser Herausforderungen blühte ich in der Institution auf. Meine Liebe zur Wissenschaft begann in Kolumbien, aber an der UNR verliebte ich mich in die Pflanzenbiologie.


Valle Ojeda: Erstautor der Pflanzenphysiologie

Ausbildung: BSc in Biologie, MSc in Molekulargenetik und Biotechnologie und PhD in Biologie (Universität Sevilla, Spanien).

Nichtwissenschaftliche Interessen: Ich liebe es zu reisen, Musikfestivals/Konzerte zu spielen, mit Freunden auszugehen und mich mit der Familie zu treffen. In letzter Zeit habe ich meine kreativen Fähigkeiten in der Illustration, Fotografie und Aquarellmalerei verbessert.

Kurzbiografie: Ich bin in Moriles aufgewachsen, einem kleinen Dorf im Süden Spaniens. Mein Interesse an der Forschung entwickelte ich, als ich nach Sevilla zog, um Biologie zu studieren. Aus diesem Grund trat ich als Bachelor-Student der Forschungsgruppe „Redox-Signalisierung und Reaktion auf Umweltstress in Pflanzen“ unter der Leitung von Prof. Francisco Javier Cejudo am Institut für Vegetale Biochemie und Photosynthese in Sevilla bei. Ich habe 2019 meinen Doktortitel über die Redox-Regulation des Photosynthese-Stoffwechsels in Chloroplasten von erhalten Arabidopsis thaliana unter der Leitung von Prof. Cejudo und Dr. Juan Manuel Pérez-Ruiz. Während dieser Zeit erhielt ich ein PhD-Mobilitätsstipendium, um für 3 Monate in der Gruppe von Dr. Anja Krieger-Liszkay am CEA in Saclay (Frankreich) zu arbeiten. Derzeit bin ich Marie-Curie-Postdoc im Labor von Prof. Sabeeha Merchant an der University of California Berkeley (USA) und untersuche die genomweite Thiol-abhängige Stoffwechselregulation in der Grünalge Chlamydomonas reinhardtii durch den Zellzyklus.


Pflanzenphysiologische Fragen aus der CSIR JRF NET Life Sciences-Prüfung (Set 1)

Liebe Studenten,
Willkommen zu Pflanzenphysiologie MCQ-05. Dieses MCQ-Set besteht aus Fortschrittlich (Post Graduate Level) Pflanzenphysiologie Multiple-Choice-Fragen mit Antwortschlüssel. Alle diese Fragen wurden aus den Fragebögen des Vorjahres von CSIR JRF NET Biowissenschaften Untersuchung. Diese Fragen können zur Vorbereitung von Leistungsprüfungen in Biologie / Life Sciences verwendet werden, wie z CSIR JRF NET, ICMR JRF, DBT BET JRF, GATE und andere Universitäts-Ph.D-Eingang Prüfungen.

(1). Die Stickstofffixierung ist im Grunde ein Prozess der Umwandlung von Stickstoffgas in Ammoniak (NH3). Eines der Schlüsselenzyme in diesem Prozess ist die „Stickstoffase“. Die Produktion und Aktivität von Nitrogenase wird sehr stark reguliert, wie unten hervorgehoben:

(EIN). Die Stickstofffixierung durch Nitrogenase ist ein energetisch aufwendiges Verfahren.
(B). Das Nitrogenase-kodierende Gen befindet sich unter einem konstitutiven Promotor
(C). Nitrogenase ist hochempfindlich gegenüber Sauerstoff
(D). Die endogene Verfügbarkeit des Cofaktors des Nitrogenase-Enzyms ist sehr gering

Welche der folgenden Kombinationen der obigen Aussagen ist richtig? (CSIR_2015_I)

(2). Die Menge jedes Enzyms, die im Chloroplastenstroma vorhanden ist, wird durch Mechanismen reguliert, die die betreffende Expression von Kern- und Chloroplastengenomen kontrollieren. Es folgen einige Aussagen zur Regulation von Chloroplastenenzymen:

(EIN). Nukleus-kodierte Enzyme werden auf 70S-Ribosomen im Zytosol translatiert und anschließend in die Plastiden transportiert
(B). Plastid-kodierte Enzyme werden im Stroma auf Prokaryoten-ähnlichen 70S-Ribosomen verlagert
(C). Licht moduliert die Expression von Stromaenzymen, die vom Kerngenom über spezifische Photorezeptoren kodiert werden.
(D). Die acht kleinen Untereinheiten von RUBISCO sind in Plastiden kodiert

Welche der folgenden Kombinationen der obigen Aussagen ist richtig? (CSIR_2015_I)

(3). Aquaporine sind eine Klasse von Proteinen, die in den Pflanzenmembranen relativ häufig vorkommen. Im Folgenden sind bestimmte Aussagen zu den Eigenschaften von Aquaporinen aufgeführt:

(EIN). Aquaporine bilden Wasserkanäle in der Membran
(B). Einige Aquaporine transportieren auch ungeladene Moleküle wie NH3
(C). Die Aktivität von Aquaporinen wird nicht durch Phosphorylierung reguliert
(D). Die Aktivität von Aquaporin wird durch die Calciumkonzentration und reaktive Sauerstoffspezies reguliert.

Welche der folgenden Kombinationen der obigen Aussagen ist richtig? (CSIR_2015_I)

(4). Phenylalanin, ein Vorläufer der meisten Phenole in höheren Pflanzen, ist ein Produkt von welchem ​​der folgenden Wege? (CSIR_2015_II)

(ein). Shikiminsäure-Weg
(B). Malonsäure-Weg
(C). Mevalonsäure-Weg
(D). Methylerythrit-Weg

(5). Für welche der folgenden physiologischen Studien 12 CO2 und 13 CO2 werden verwendet? (CSIR_2015_II)

(ein). Schätzen Sie die Rate der Photosynthese
(B). Bestimmen Sie die Photorespirationsrate
(C). Das Verhältnis von C4- und CAM-Pfad der CO2-Fixierung
(D). Das Verhältnis der C3- und C4-Pfade der CO2-Fixierung

(6). Gibberellinsäure (GA) kontrolliert die Samenkeimung, indem sie den Abbau der gespeicherten Stärke steuert. In welchem ​​der folgenden Gewebe des Gerstensamens wird das α-Amylase-Gen als Reaktion auf GA induziert? (CSIR_2015_II)

(7). Die photosynthetische Aufnahme von atmosphärischem CO2 durch Blätter liefert Saccharose und Stärke als Endprodukte zweier glukoneogener Stoffwechselwege, die physikalisch getrennt sind. Welche der folgenden Kombinationen von Zellorganellen sind an einer solchen physikalischen Trennung des Prozesses beteiligt? (CSIR_2015_II)

(ein). Saccharose im Zytosol und Stärke in Mitochondrien.
(B). Saccharose in Chloroplasten und Stärke im Cytosol.
(C). Saccharose in Mitochondrien und Stärke im Zytosol.
(D). Saccharose im Zytosol und Stärke in Chloroplasten.

(8). Im Folgenden sind bestimmte Aussagen zur Terpenklasse sekundärer Metaboliten in Pflanzen aufgeführt:

(EIN). Isopentenyldiphosphat und sein Isomer verbinden sich zu größeren Terpenen.
(B). Diterpene sind 20 Kohlenstoffverbindungen.
(C). Alle Terpene werden aus der Vereinigung von 4-Kohlenstoff-Elementen abgeleitet.
(D). Pyrethroide sind Monoterpenester.

Welche der folgenden Kombinationen der obigen Aussagen ist richtig? (CSIR_2015_II)

(9). Welche der folgenden ist die richtige Reihenfolge des Elektronentransports während der Lichtreaktion in der Thylakoidmembran von Chloroplasten? (CSIR_2016_I)

(ein). P680 → Cytochrom b6f → PC → PQ
(B). P680→ PC → Cytochrom b6f → PQ
(C). P680→ PQ → PC → Cytochrom b6 f
(D). P680 → PQ → Cytochrom b6f → PC

(10). Die folgenden Aussagen werden gemacht, um den Auxin-Signaltransduktionsweg von der Rezeptorbindung bis zur physiologischen Reaktion zu beschreiben:

(EIN). Auxin-Response-Faktoren (ARFs) sind Kernproteine, die an Auxin-Response-Elemente (Aux-REs) binden, um die Gentranskription zu aktivieren oder zu unterdrücken.
(B). AUX/IAA-Proteine ​​sind sekundäre Regulatoren der Auxin-induzierten Genexpression. Die Bindung von AUX/IAA-Proteinen an das ARF-Protein blockiert dessen Transkriptionsregulation.
(C). Die Auxinbindung an TIR1/AFB fördert den Ubiquitin-vermittelten Abbau und die Entfernung von AUX/IAA-Proteinen.
(D). Die Bindung von Auxin an Auxin-Response-Faktoren (ARFs) verursacht deren Zerstörung durch den 26S-Proteasom-Weg.

Welche der folgenden Kombinationen der obigen Aussagen ist richtig? (CSIR_2016_I)


Biotechnologie MCQ

Basic und Advanced Level Mikrobiologie Multiple-Choice-Fragen (MCQ) / Modellfragen mit Antwortschlüssel und Erläuterungen zur Vorbereitung von kompetitiven Prüfungen in Mikrobiologie / Life Sciences wie CSIR JRF NET Life Sciences Examination | ICMR JRF-Prüfung | DBT BET JRF-Prüfung | GATE (XL) Biowissenschaften | GATE (BT) Biotechnologie | ICAR ARS NET-Prüfung | SET- und SLET-Untersuchung | CUCET | Hochschulzugangsprüfungen PG | TIFR GS-Biologie | MARMELADE | GRE-Biologie | NEET | Medizinische Aufnahmeprüfung | Hochschulforschung (Ph.D) Aufnahmeprüfungen | Biologieolympiade | PSC-Prüfungen | UPSC-Prüfungen usw.

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Gewebespezifische Akkumulation und Regulation von Zeaxanthin-Epoxidase in Arabidopsis spiegeln die vielfältigen Funktionen des Enzyms in Plastiden wider

Das Enzym Zeaxanthin-Epoxidase (ZEP) katalysiert die Umwandlung von Zeaxanthin in Violaxanthin, eine Schlüsselreaktion für die ABA-Biosynthese und den Xanthophyll-Zyklus. Beide Prozesse sind wichtig für die Akklimatisierung an Umweltstressbedingungen, insbesondere Trockenstress (ABA-Biosynthese) und Lichtstress (Xanthophyllzyklus). Daher können beide ZEP-Funktionen eine unterschiedliche Regulierung erfordern, um die Pflanzenfitness zu optimieren. Der Schlüssel zum Verständnis der Funktion von ZEP bei beiden Stressreaktionen könnte in seiner räumlichen und zeitlichen Verteilung in Pflanzengeweben liegen. Daher haben wir die Verteilung von ZEP in Pflanzengeweben und Plastiden unter Trockenheit und Lichtstress unter Verwendung eines ZEP-spezifischen Antikörpers analysiert. Darüber hinaus haben wir die Pigmentzusammensetzung des Pflanzengewebes und der Chloroplastenmembran-Subkompartimente als Reaktion auf diese Belastungen bestimmt. Das ZEP-Protein wurde in allen Pflanzengeweben (außer Blüten) gleichzeitig mit Xanthophyllen nachgewiesen. Die höchsten Konzentrationen von ZEP waren in Blatt-Chloroplasten und Wurzel-Plastiden vorhanden. Innerhalb von Chloroplasten war ZEP überwiegend in der Thylakoidmembran und im Stroma lokalisiert, während nur ein kleiner Teil von der Hüllmembran gebunden wurde. Lichtstress beeinflusste weder die Akkumulation noch die relative Verteilung von ZEP in Chloroplasten, während Trockenstress zu einem Anstieg von ZEP in Wurzeln und zu einem Abbau von ZEP in Blättern führte. Der durch Trockenstress induzierte Anstieg der ABA war jedoch in beiden Geweben ähnlich. Diese Daten unterstützen eine gewebe- und stressspezifische Akkumulation des ZEP-Proteins entsprechend seiner unterschiedlichen Funktionen in der ABA-Biosynthese und im Xanthophyllzyklus.

Schlüsselwörter: Abscisinsäure Biosynthese Arabidopsis thaliana Trockenstress Photooxidativer Stress Xanthophyll-Zyklus Zeaxanthin-Epoxidase.


Ergebnisse

Generation von MIR172 Knockout-Mutanten durch CRISPR-Cas9-Technologie

Im Arabidopsis-Genom besteht die miR172-Genfamilie aus 5 Mitgliedern, MIR172A zu MIR172E (Abb. 1A) [25,48]. Aufgrund der geringen Größe dieser Gene (<200 Basenpaare) und ihrer nicht-kodierenden Eigenschaft können Funktionsverlustmutanten von MIR172 Familienmitglieder mit demselben genetischen Hintergrund werden selten durch kanonische Mutagenesemethoden wie Ethylmethansulfonat-Behandlung, Bestrahlung mit schnellen Neutronen oder T-DNA-Tagging erhalten. Um dieses Problem zu umgehen, haben wir generiert mir172 Mutanten im Columbia-0 (Col-0) Beitritt von EIN. thaliana unter Verwendung der CRISPR-Cas9-Technologie mit dem eizellspezifischen Promotor [49]. Um Null-Allele zu erzeugen, versuchten wir, Mutanten mit großen Fragmentdeletionen zu erzeugen, indem wir 2 einzelne Leit-RNAs (sgRNAs) innerhalb oder flankierend zur Stamm-Schleife-Region konstruierten (Abb. 1B). Mittels PCR-Genotypisierung haben wir erfolgreich Pflanzen identifiziert, die Mutationen in jedem MIR172 Familienmitglied im T1 Generation (Abb. 1B S1 Abb). Für die MIR172A und MIR172C Loci wurden die gesamten Stem-Loop-Regionen für die MIR172B und MIR172D Loci traten die Deletionen in den Loops der Stem-Loop-Regionen für die MIR172E Locus wurde die der miRNA* (Passengerstrang) entsprechende Sequenz deletiert.

(A) Standort des MIR172 Gene auf Arabidopsis-Chromosomen. Die kurzen und langen Arme der Chromosomen 2, 3 und 5 sind dargestellt. (B) Die genomische Struktur des MIR172 Genloci in WT und den mir172 Mutanten. Orange, Stiel-Schleife von MIR172 Gen grün, miRNA* blau, miRNA. (C) Validierung der mir172 Mutanten. Die WT oder mutierte Versionen von MIR172 Gene wurden kloniert und in WT überexprimiert. Bitte beachten Sie, dass die Überexpression der WT-Version von MIR172 führte zu einer frühen Blütezeit des Phänotyps. Maßstabsbalken repräsentieren 1 cm. (D) Messung der Blütezeit. Die Anzahl der Rosettenblätter wurde gezählt. Die Pflanzen wurden an langen Tagen bei 22°C gezüchtet. Die statistisch signifikanten Unterschiede werden durch gewöhnliche Einweg-ANOVA (P < 0,05). Siehe auch S4-Tabelle. Die dieser Zahl zugrunde liegenden Daten sind in S1 Data enthalten. CRISPR, geclusterte, regelmäßig angeordnete kurze palindromische Wiederholungen miRNA, microRNA sgRNA, Single Guide RNA WT, Wildtyp.

Um zu bestätigen, dass jede Mutation ein Null-Allel ergab, wurde das mutierte MIR172 Gene wurden kloniert und einzeln in Wildtyp (WT) Pflanzen unter Verwendung des konstitutiven CaMV . überexprimiert 35S Promoter. Überexpression des WT MIR172A führte unter langen Tagen zu einem frühen Blühphänotyp [32,41,50], während die Überexpression der mutierten Versionen der MIR172A, MIR172C, und MIR172E Gene veränderten die Blütezeit nicht (Fig. 1C und 1D S1-Tabelle). In Übereinstimmung mit der Natur der Mutationen (d. h. Deletionen in den Schleifen der Stamm-Schleifen-Regionen) sind die transgenen Pflanzen mit hohen Mengen an mir172b und mir172d blühte etwas früher als WT (Abb. 1C und 1D S1-Tabelle). Daher schließen wir, dass die mir172a, mir172c, und mir172e mutierte Gene sind komplett null. Im Gegensatz dazu kann ein Rest von miR172 im mir172b und mir172d Mutanten. Die Mutanten wurden dann mit WT rückgekreuzt, um das Transgen und die Off-Target-Mutationen zu entfernen. Insgesamt 24 mir172 durch Kreuzung und PCR-basierte Genotypisierung wurden mehrfach mutierte Linien in unterschiedlichen Kombinationen erzeugt (S2-Tabelle).

Wir untersuchten reife miR172-Spiegel durch quantitative Echtzeit-PCR (qRT-PCR). Wie in S2A Abb. gezeigt, reichert sich miR172 in niedrigen Konzentrationen im Keimlingsstadium an und nimmt mit der Entwicklung an langen Tagen allmählich zu. Das höchste Expressionsniveau wurde in Blütenständen beobachtet (S2A Abb). miR172 wurde im kaum nachgewiesen mir172 Fünffachmutante (S2B Abb). Der Vergleich der miR172-Häufigkeit zwischen WT und dem mir172 Mutanten haben das gezeigt MIR172A und MIR172B tragen an langen Tagen zum größten Teil des reifen miR172-Pools in 12 Tage alten Pflanzen bei (S2B Abb). Im Gegensatz dazu ist die Mutation in MIR172C führte zu einem leichten Rückgang von miR172. Die mir172d und mir172e Mutanten akkumulierten das gleiche Niveau von miR172 wie das WT. In Übereinstimmung mit der Vorstellung, dass miR172 seine Targets hauptsächlich durch translationale Hemmung unterdrückt [41], fanden wir keine signifikante Veränderung der Häufigkeit von miR172-Targets in den mir172 Mutanten (S2C bis S2L Abb). Somit bestätigen diese Ergebnisse, dass die Expression von miR172 in der fast vollständig aufgehoben ist mir172 fünffache Mutanten.

Phänotypische Analysen von mir172 mehrfach mutierte Linien

Wie bereits beschrieben, ist miR172, obwohl der Ziel-Mimikry-Ansatz effektiv sein kann, immer noch in der transgenen nachweisbar MIM172 Pflanzen [14]. Um zu verstehen, ob miR172 für das Pflanzenwachstum und die Pflanzenentwicklung unbedingt erforderlich ist, haben wir phänotypische Analysen der mir172 fünffache Mutanten. Die mir172 Fünffachmutanten sind lebensfähig, wenn sie bei 22°C in der Wachstumskammer sowohl unter Langtag- als auch Kurztagbedingungen gezüchtet werden. Die Fünffachmutanten könnten auch überleben und eine große Anzahl von Samen produzieren, wenn sie im Freien angebaut werden (S3 Abb). Dieses Ergebnis weist darauf hin, dass miR172 trotz seines alten Ursprungs für die Vervollständigung des Lebenszyklus von Samen zu Samen in Arabidopsis nicht essentiell ist.

Im Vergleich zum WT ist die mir172 Fünffachmutanten zeigten pleiotrope Phänotypen. Während der vegetativen Phase war die Entwicklung abaxialer Trichome im mir172 Fünffachmutanten unter langen Tagen (Abb. 2A S4 Abb), was mit früheren Beobachtungen übereinstimmt [33]. Die Beiträge jedes Gens zur abaxialen Trichom-Initiation waren nicht gleich: Die mir172ab Doppelmutante wies den gleichen frühen Trichom-Phänotyp auf wie die mir172 Fünffachmutante (Abb. 2A und 2B), während Mutationen in der anderen MIR172 Gene hatten keinen Einfluss auf den Zeitpunkt der Trichom-Initiation. Somit legen diese Ergebnisse nahe, dass MIR172A und MIR172B spielen eine dominante Rolle beim Timing der Trichom-Initiation (Fig. 2I).

(A) Abaxialer Trichome Phänotyp. Die abaxiale Oberfläche des 7. Blattes wurde gezeigt. Maßstabsbalken repräsentieren 200 µm. (B) Quantifizierung der abaxialen Trichome in verschiedenen Genotypen. Das 1. Blatt mit abaxialen Trichomen wurde bewertet. Fehlerbalken repräsentieren SEM (n = 18–28). (C) Triebzweig-Phänotyp. Maßstabsbalken repräsentieren 1,0 cm. (D) Quantifizierung der Sprosszweigzahlen in verschiedenen Genotypen. Fehlerbalken repräsentieren SEM (n = 6–37). Die statistisch signifikanten Unterschiede werden durch gewöhnliche Einweg-ANOVA (P < 0,05). (E) Phänotyp der Internodienlänge. Maßstabsbalken repräsentieren 1,0 cm. (F) Quantifizierung der Internodienlänge. Fehlerbalken repräsentieren SEM (n = 27–153). Die statistisch signifikanten Unterschiede werden durch gewöhnliche Einweg-ANOVA (P < 0,05). (G) Blütenstands-SAM-Größe. Orangefarbene Linie, Blütenstandsdurchmesser SAM. Maßstabsbalken repräsentieren 20 µm. (H) Quantifizierung der Blütenstandsgröße SAM. Fehlerbalken repräsentieren SEM (n = 10–29). Die statistisch signifikanten Unterschiede werden durch gewöhnliche Einweg-ANOVA (P < 0,05). (I) Sankey-Diagramm, das den Beitrag jedes einzelnen zeigt MIR172 Gen für verschiedene Entwicklungsprozesse. Der Einzelne MIR172 Gen wurde in einer anderen Farbe angezeigt. Die Linienstärke steht für den Beitrag jedes Gens. Die dieser Zahl zugrunde liegenden Daten sind in S1 Data enthalten. LD, lange Tage SAM, Spross apikales Meristem SD, kurze Tage WT, Wildtyp.

Die mir172 Fünffachmutanten zeigten nach der Blüte auffällige Phänotypen. Die Anzahl der Äste am Primärbolzen war deutlich erhöht (Abb. 2C und 2D), begleitet von verkürzten Internodien (Abb. 2E und 2F). Interessanterweise fanden wir, dass die Meristemgröße in der Fünffachmutante erhöht war (Abb. 2G bis 2I). Dieser Phänotyp stimmt gut mit einem kürzlich veröffentlichten Bericht überein, dass ein MADS-Box-Transkriptionsfaktor FRUITFULL (FUL) den Zeitpunkt der Termination des Apikalmeristems (SAM) des Sprosses durch miR172-gerichtete AP2-ähnliche Gene reguliert [51]. Die Vergleiche zwischen mehrfach mutierten Linien zeigten weiter, dass MIR172D spielt eine Schlüsselrolle bei der Regulierung der SAM-Größe, während alle MIR172 Gene außer MIR172E kooperativ die Streckung der Internodien steuern (Fig. 2I). Die Filialnummer wird hauptsächlich geregelt durch MIR172A und MIR172D. Daher zeigen unsere Ergebnisse, dass die 5 MIR172 Die Mitglieder der Genfamilie sind funktionell redundant, üben jedoch individuelle Besonderheiten bei der Regulierung verschiedener Aspekte der Pflanzenentwicklung aus ( 2I ).

Es wurde vorgeschlagen, dass miR172 die florale Musterung durch Modulation reguliert AP2 Ausdruck an der dritten Windung [35,42,52–54]. Tatsächlich fanden wir, dass die ersten Blüten auf dem Primärbolzen eine homöotische Transformation zeigten (S5A Abb). Dieser Defekt verschwand jedoch schnell mit der Entwicklung des Blütenstands (S5B Abb), was darauf hindeutet, dass miR172 bei der Blütenmusterung während der späten Reproduktionsstadien unter Wachstumskammerbedingungen eine untergeordnete Rolle spielen könnte.

Blütezeitanalysen von mir172 Mutanten unter Langtagbedingungen

Eine frühere Studie zeigte, dass die Herunterregulierung der miR172-Aktivität durch Überexpression eines Zielmimetikums (35S::MIM172) führt zu einem spätblühenden Phänotyp [14]. Es bleibt jedoch unklar, ob alle MIR172 Familienmitglieder an der Blütezeitregulierung beteiligt sind und wenn ja, ob die verschiedenen Mitglieder unterschiedlich zu diesem Prozess beitragen. Um diese Fragen zu beantworten, haben wir die Blütezeiten der einfachen und höheren Ordnung bewertet mir172 mutierte Pflanzen, die sowohl an langen als auch an kurzen Tagen gewachsen sind. Wie in Abb. 3B und S1-Tabelle gezeigt, ist die mir172a mutant, aber nicht anders mir172 einzelne Mutanten, zeigten an langen Tagen einen spätblühenden Phänotyp. Konsequenterweise ist die mir172bcde Vierfachmutante blühte zur gleichen Zeit wie WT (Fig. 3A und 3B S1-Tabelle). Darüber hinaus sind die Doppel- oder Dreifachmutantenkombinationen enthalten mir172a blühten deutlich später als WT, während die Kombinationen ohne die mir172a Mutation blühte normal, wie WT-Pflanzen (Fig. 3A und 3B S1-Tabelle). MIR172E scheint bei der Regulierung der Blütezeit nur eine untergeordnete Rolle zu spielen, da die mir172abcd Vierfachmutante hatte die gleiche Blütezeit wie die mir172 fünffache Mutante. Beide mir172abcd und mir172abde Vierfachmutanten blühten später als mir172acde, vorschlagen, dass MIR172B leistet einen bescheidenen Beitrag zum floralen Übergang. Zusammengenommen kommen wir zu dem Schluss, dass der Beitrag jedes MIR172 Genfamilienmitglied zur Blütezeit unter langen Tagen beträgt: MIR172A>MIR172B>MIR172D>MIR172C>MIR172E (Abb. 2I).

(A) Blütezeit-Phänotyp der mir172 Mutanten. Die Pflanzen wurden an langen Tagen bei 22°C gezüchtet. Eine repräsentative Pflanze ist gezeigt. (B) Quantifizierung der Blütezeiten der mir172 Mutanten. Linien zeigen Mittelwert (n = 7–36). Die statistisch signifikanten Unterschiede werden durch gewöhnliche Einweg-ANOVA (P < 0,05). Siehe auch Tabellen S1 und S4. (C) Expression von miR172 in WT, mir172ab, und mir172abcde Mutanten. Die Pflanzen wurden an langen Tagen bei 22°C gezüchtet. Die Triebspitzen und sich entwickelnden Blätter wurden für die qRT-PCR-Analyse verwendet. Ausdruck wurde normalisiert auf WANNE. Zwei technische Replikate für jedes biologische Replikat (n = 2) durchgeführt wurden. Fehlerbalken repräsentieren SD. (D) Ausdruck von FT im WT und die mir172 Mutanten. Die Blätter von 15 Tage alten Pflanzen, die an langen Tagen bei 22 °C gewachsen waren, wurden bei ZT16 geerntet und für qRT-PCR-Analysen verwendet. Ausdruck wurde normalisiert auf WANNE. Zwei technische Replikate für jedes biologische Replikat (n = 3) durchgeführt wurden. Fehlerbalken repräsentieren SD. Die dieser Zahl zugrunde liegenden Daten sind in S1 Data enthalten. FT, BLÜHENDE LOKUS T LD, lange Tage qRT-PCR, quantitative Echtzeit-PCR WANNE, β-TUBULIN-2 WT, Wildtyp ZT16, Zeitgeberzeit 16.

Es hat sich gezeigt, dass der Spiegel von miR172 mit dem Alter ansteigt, was den Gewinn an reproduktiver Kompetenz fördert [33]. qRT-PCR-Assays zeigten, dass der allmähliche Anstieg der miR172-Spiegel im mir172ab Doppelmutante (Fig. 3C). Induktion von FT durch den Photoperiodenweg spielt eine entscheidende Rolle bei der Blüte an langen Tagen [55]. Die mir172ab doppelt mutierte Pflanzen hatten niedrigere Mengen an FT als WT-Pflanzen an langen Tagen (Abb. 3D), was darauf hindeutet, dass diese 2 MIR172 Mitglieder mildern die Unterdrückung von FT Expression durch miR172-gerichtete AP2s in Blättern.

Ausdrucksmuster von MIR172 Gene in Pflanzen, die unter langen Tagen gewachsen sind

Wir generierten die fluoreszierenden Protein [grün fluoreszierendes Protein (GFP) oder Venus]-basierte Reporter für die 5 MIR172 Mitglieder der Genfamilie. Um sicherzustellen, dass die Promotorregionen alle regulatorischen Sequenzen abdecken, haben wir unsere Datensätze zur Transposase-zugänglichen Chromatin-Sequenzierung (ATAC-seq) untersucht, die die Zugänglichkeit von Chromatin an einem bestimmten Genort aufzeigen [56]. Die Promotorsequenzen, die alle zugänglichen Regionen in der intergenischen Region enthielten, wurden kloniert und stromaufwärts der kodierenden Regionen von . platziert GFP oder Venus (S6 Abb). Für jedes Konstrukt haben wir über 20 einzelne T . untersucht1-Generationslinien, die konsistente und zuverlässige Expressionsmuster ergaben. Wir haben 1 repräsentativen T . gewählt2 Linie für die nachfolgenden Analysen. Wir haben die GFP-Fluoreszenzsignale für nicht nachgewiesen MIR172E unter langen Tagen (S7 Abb), was darauf hindeutet, dass MIR172E wird schwach exprimiert und wird nicht für die Entwicklung benötigt, wenn die Pflanzen unter LD-Bedingungen gezüchtet werden.

Als nächstes konzentrierten wir uns auf den Ausdruck der MIR172 Reportergene in den Blattgefäßgeweben oder der SAM, wo die Blüteninduktion stattfindet. An langen Tagen, MIR172B und MIR172C wurden in geringen Mengen in Sämlingen exprimiert und wurden in den Gefäßgeweben nachweisbar, als die Pflanzen in die adulte Phase eintraten und schließlich blühten ( 4B und 4C ). MIR172A wird sowohl im vaskulären Gewebe als auch in der SAM aktiv transkribiert, und seine Promotorstärke nahm mit fortschreitender Entwicklung zu ( 4A ). MIR172D zeigten ein anderes Expressionsmuster, bei dem die Venus-Fluoreszenz konstitutiv an den Rändern von Arabidopsis-Blättern beobachtet wurde (Fig. 4D). Ein hohes Maß an Ausdruck von MIR172D war in der SAM von 16 Tage alten Pflanzen nachweisbar. Das zeitliche Expressionsmuster dieser Reporter wurde durch qRT-PCR und Quantifizierung der GFP- oder Venus-Dichten verifiziert (Abb. 4E bis 4I S8 Abb). Insgesamt stimmen diese Analysen mit den oben genannten genetischen Analysedaten überein, wobei MIR172A und MIR172B spielen an langen Tagen eine vorherrschende Rolle bei der Blüte. Die Aktivierung dieser 2 Gene in den Blattgefäßgeweben leitet die Aktivierung von FT durch den Photoperiodenweg.

(A–D) Analysen von MIR172 Reporter. Die Pflanzen wurden an langen Tagen bei 22°C gezüchtet. Die Blätter (obere Tafeln) und Triebspitzen (untere Tafeln) wurden untersucht. Bitte beachten Sie, dass die Pflanzen 3 Wochen (ca. 21 Tage) nach der Samenkeimung zu blühen beginnen. Über 20 T1 unabhängige Linien für jeden Reporter wurden untersucht, und die Ergebnisse von 1 repräsentativen T2 Linie angezeigt werden. Die gestrichelte Linie markiert das SAM. Maßstabsbalken repräsentieren 100 µm. (E–I) Ausdruck von MIR172 Gene (E–H) und AP1 (I) im WT. AP1 wurde als Hinweis auf einen Blütenübergang überwacht. Die Pflanzen wurden an langen Tagen bei 22 °C gezüchtet und zu verschiedenen Zeitpunkten geerntet. Ausdruck wurde normalisiert auf WANNE. Zwei technische Replikate für jedes biologische Replikat (n = 2) durchgeführt wurden. Fehlerbalken repräsentieren SD. (J) Ausdruck des MIR172B Reporter im WT und die spl9 Mutant. One representative leaf of the same developmental age is shown. Scale bars represent 100 μm. The same confocal settings were used for scanning for each reporter line (A–D and I). The data underlying this figure are included in S1 Data. AP1, APETALA1 SAM, shoot apical meristem WANNE, β-TUBULIN-2 WT, wild type.

Genetic analyses have placed miR172 downstream of miR156-targeted SQUAMOSA PROMOTER BINDING PROTEIN-LIKE (SPL) genes [57–60]. The gradual decrease in miR156 levels with increasing plant age leads to the up-regulation of SPL genes, which subsequently activates miR172 [33,61]. In situ hybridization assays have shown that SPL9 is expressed in leaf anlagen and the vascular tissues [30,62]. Compared to WT, the promoter activities of MIR172B und MIR172C were moderately reduced in the leaves of spl9 mutant plants (Fig 4J S9B and S9D Fig), suggesting that SPL9 contributes to the increased level of miR172 in the leaves of adult plants through these 2 MIR172 gene family members. The transcriptional activity of MIR172A was not altered in the spl9 mutant, suggesting that one or more other miR156-targeted SPLs may regulate its expression (S9A Fig). Indeed, our recent work has shown that the SPL2, SPL10, und SPL11 genes are also highly expressed in leaf vascular tissues [63].

MIR172A und MIR172D play dominant roles in determining flowering time under short days

In short days, we found that MIR172D played a critical role in flowering because the mir172d single mutant exhibited an obvious late flowering phenotype (Fig 5A and 5B S1 Table). This phenotype was further enhanced by mutation of MIR172A. Die mir172ad double mutant plants flowered nearly as late as the mir172 quintuple mutant plants (Fig 5B S1 Table). In contrast, the flowering times of the other double mutants was comparable to that of WT. It is well documented that the activation of a subset of MADS-box genes and LFAFY in the SAM evokes flowering in short days [55,64]. In situ hybridization showed that miR172 abundance is markedly reduced in the shoot apices of the mir172ad double mutant (Fig 5C). Expression analyses further revealed that the up-regulation of MADS-box genes such as FUL und SOC1 is delayed in the shoot apices of mir172ad mutant (Fig 5D). Therefore, we conclude that the relative contribution of each MIR172 gene family member to flowering time in short days is: MIR172D>MIR172A>MIR172B = MIR172C>MIR172E (Fig 2I).

(A) Flowering time phenotype of the mir172 Mutanten. Plants were grown at 22°C in short days (SD). Four representative plants are shown. (B) Quantification of flowering times of the mir172 Mutanten. Lines show mean (n = 6–16). The statistically significant differences are determined by ordinary one-way ANOVA (P < 0,05). See also S1 and S4 Tables. (C) Expression of miR172 in the shoot apices of WT and the mir172ad mutant. Plants were grown at 22°C in short days. Scale bars represent 50 μm. (D) Expression of SOC1 und FUL in WT and the mir172ad Mutanten. Plants were grown at 22°C in short days, and the shoot apices were harvested at different time points as indicated. Expression was normalized to WANNE. Two technical replicates for each biological replicate (n = 2) were performed. Error bars represent SD. The data underlying this figure are included in S1 Data. FUL, FRUITFULL SOC1, SUPPRESSOR OF OVEREXPRESSION OF CO 1 TUB, β-TUBULIN-2 WT, wild type.

We next analyzed the MIR172 reporter activities in plants grown in short days. Ausdruck von MIR172B und MIR172C was barely detectable in the vegetative phase (Fig 6B and 6C S10 Fig). Consistent with the role of MIR172A und MIR172D in flowering under short days, both reporters were active in the SAM, with the promoter strength increasing as development progressed (Fig 6A and 6D S10 Fig). Among the miR156-targeted SPL genes, SPL15 is predominantly expressed in the SAM and coordinates the basal floral promotion pathways required for flowering under noninductive short-day conditions [61]. Consistent with this notion, the expression of MIR172D was greatly reduced in the SAM of the spl15 mutant (Fig 6F S9C and S9D Fig). Andererseits, MIR172A expression was largely unaffected by the mutation in SPL15 (S9A and S9D Fig).

(A–E) Analyses of MIR172 reporters. Plants were grown at 22°C in short days. The shoot apices were examined. Please note that the plants start to flower after 10 weeks. Over 20 T1 independent lines for each reporter were examined, and the results of 1 representative T2 line are shown. Dash line marks the SAM. Scale bars represent 100 μm. (F) Expression of MIR172D reporter in WT and the spl15 mutant. Dash line marks the SAM. Scale bars represent 100 μm. The same confocal settings were used for scanning for each reporter line. SAM, shoot apical meristem WT, wild type.

In summary, the flowering times and expression analyses described above suggest that MIR172A, MIR172B, und MIR172D are the primary regulators of flowering time in the MIR172 gene family. The spatially localized SPL-MIR172 pairs promote the acquisition of floral competence in different tissues under different growth conditions (Fig 8A and 8B). In long days, miR172 functions in both the SAM and vascular tissues, with MIR172A, MIR172B, und MIR172D playing dominant roles. In the vasculature of leaves, MIR172B is induced by SPL9, whereas MIR172A is activated probably by other miR156-targeted SPLs. The up-regulation of MIR172A und MIR172B relieves the repression of FT by miR172-targeted genes that encode AP2-like transcription factors. Consequently, FT is activated in leaves by the photoperiod pathway, and the mobile protein is transported to the SAM where it induces the floral transition. The SPL15-MIR172D pair in the SAM plays a less important role in flowering under long-day conditions because the photoperiod pathway is dominant in Arabidopsis, and the repressive role of miR172-targted AP2s on floral transition in the shoot apex can be eventually bypassed by FT.

In short days, miR172 activity is crucially important for floral transition at the SAM, with MIR172A und MIR172D being the most important (Fig 8A and 8B). The gradual increase in SPL15 levels promotes the transcription of MIR172D in the SAM. As a result, the accumulation of mature miR172 leads to down-regulation of miR172-targeted AP2-like genes, which eventually facilitates the activation of floral promoting MADS-box genes. Wie MIR172A is progressively activated in the SAM in short days is currently unknown. Possible activators include SPL2 and SPL10 which are also highly abundant in the SAM (S11 Fig). It should be noted that the contribution of MIR172B to floral transition in short days may be underscored because the mutant allele is not completely null (Fig 1C and 1D).

Die Rolle von MIR172 genes in response to ambient temperature

Previous studies have shown that overexpression of miR172 leads to an early flowering phenotype at both 16 and 23°C [65,66]. Moreover, miR172 levels are higher at 23°C than at 16°C, probably due to an enhancement in the processing of the primary miR172 transcripts mediated by the Arabidopsis RNA-binding protein FLOWERING CONTROL LOCUS A (FCA) [66]. However, due to the extremely early flowering phenotype of the miR172-overexpression line, it remains unclear whether miR172 is indeed required for thermosensory flowering. We found that the flowering of both WT and mir172 quintuple mutant plants was accelerated at 28°C (Fig 7A), indicating that elevated ambient temperature promotes flowering independent of miR172. In contrast, although the flowering of the WT plants was delayed in 16°C, the mir172 quintuple mutants started to bolt with nearly the same number of rosette leaves at 16 and 22°C (Fig 7B and 7C). Thus, this result indicates that low ambient temperature regulates flowering largely through miR172.

(A) Comparison of the flowering time of WT and the mir172abcde mutants grown at 22°C and 28°C in long days. Rosette number ratio was calculated by the mean value at 22°C divided by that at 28°C. (B) Comparison of the flowering time of WT and the mir172 mutants grown at 16°C and 22°C in long days. Rosette number ratio was determined by the mean value at 16°C divided by that at 22°C. (C) Quantification of flowering time phenotype of the mir172 mutants at 16°C in long days. Lines show mean (n = 18–24). The statistically significant differences are determined by ordinary one-way ANOVA (P < 0,05). See also S1 and S4 Tables. (D and E) Expression of miR172 (D) and MIR172 genes (E) at 16°C and 22°C in long days. Expression was normalized to WANNE. Two technical replicates for each biological replicate (n = 3) were performed. Error bars represent SD. (F) Analyses of MIR172C und MIR172D reporters in the shoot apices. Plants were grown at 16°C in long days. (G) Expression of MIR172A, MIR172B, und MIR172D reporters in response to photoperiod. The plants were grown in short days (SD) for 3 weeks and shifted to long days (shift + 3 d or 5 d). The same confocal settings were used for scanning for each reporter line (F and G). Dash lines mark the SAM. See also S13 Fig. The data underlying this figure are included in S1 Data. LD, long days SAM, shoot apical meristem SD, short days TUB, β-TUBULIN-2 WT, wild type.

To understand which MIR172 genes are responsible for the temperature response, we compared the flowering times of the single and higher-order mir172 mutants grown at different temperatures. As shown in Fig 7B, all single mir172 mutants showed moderate reduction in thermosensory flowering response with MIR172A likely playing a major role within the gene family (Fig 7B and 7C). The double-mutant plants harboring the mutation in MIR172A (mir172ab, mir172ac, und mir172ad) flowered at nearly the same time when grown at 16°C compared to 22°C (Fig 7B and 7C).

We next explored the expression of individual MIR172 genes in response to low ambient temperature. Consistent with previous results [65,66], qRT-PCR assays revealed that the abundance of miR172 was elevated in plants grown at 22°C, as compared to 16°C (Fig 7D). Among the reporters examined, we found that MIR172C und MIR172D responded to the temperature change (Fig 7E S12 Fig). Der Ausdruck von MIR172C was greatly increased in the vasculature of leaves and the inflorescence stem, whereas the promoter activity of MIR172D was enhanced with the increase in temperature, mainly in the vascular tissues and leaf epidermis (Fig 7F). Altogether, these results indicate that, in addition to modulating miR172 abundance at the posttranscriptional level as previously proposed [66], low ambient temperature may control flowering by regulating the expression of MIR172C und MIR172D at the transcriptional level (Fig 8A).

(A) Schematic of the expression pattern of MIR172 Gene. Individuell MIR172 gene is shown in different color. Zwei SPL/MIR172 pairs (SPL9-MIR172B/C and SPL15-MIR172D) contribute to the acquisition of floral competence in leaf vascular tissue and shoot apex, respectively. (B) Mode of MIR172 genes in regulating flowering time in LD and SD. Different combinations of MIR172 genes are shown in different colors. In LD, the products of FT move from leaves to shoot apex (black lines). FT, FLOWERING LOCUS T FUL, FRUITFULL LD, long days SD, short days SOC1, SUPPRESSOR OF OVEREXPRESSION OF CO 1.

Der Ausdruck von MIR172 genes in response to photoperiod

Finally, we explored whether photoperiod, another exogenous floral inductive cue, can affect the transcription of MIR172 Gene. To this end, we grew the transgenic plants expressing the MIR172 reporters in short days for 3 weeks and then shifted them to long days. As shown in Fig 7G and S13 Fig, we did not detect strong induction of all the reporters 1 day after the plants were shifted to long-day conditions. At day 3, the transcriptional activities of MIR172A und MIR172D were strongly induced in the shoot apex, whereas increases in MIR172A und MIR172B expression were observed in the leaf vascular tissues (Fig 7G S13 Fig). Der Ausdruck von MIR172C did not respond to long days (S13 Fig). We did not find ectopic expression of Venus oder GFP, suggesting that long-day conditions only regulate the amplitude of MIR172 Ausdruck. Because the expression of floral-promoting genes such as FUL und SOC1 are rapidly induced in the SAM 1 day after the shift [30], the increased levels of MIR172A und MIR172D in the SAM may be caused by a cell fate transition rather than by a direct photoperiod response. Therefore, photoperiod modulates miR172 abundance at least at two different levels: transcriptional activation of MIR172A und MIR172B in the vasculature of leaves (Fig 8A) and promoting the processing of miR172 precursors through the plant circadian oscillation regulator GIGANTEA (GI) [67].


C4 Plants

II.B.2. The Cost of C4 Photosynthese

In C3 plants without photorespiration, each CO2 costs 2 NADPH and 3 ATP to fix it into carbohydrate end products ( Table III ). In C4 plants, 2 NADPH and 4.7 to 5.7 ATP are needed, assuming that 25% of the pumped CO2 leaks out of the bundle sheath ( Kanai and Edwards, 1999 ). The higher ATP cost of C4 photosynthesis reflects the energy required to pump CO2 into the bundle sheath. As the rate of photorespiration increases in C3 plants, the energy costs of photosynthesis rise, such that they are equivalent to that of C4 plants at 25° to 30°C, and greater above about 30°C (see Table III ). Differences in the energy requirement of photosynthesis are demonstrated by comparing differences in the light-use efficiency (quantum yield) of C3 and C4 plants as a function of temperature ( Table III and Fig. 6 ). C3 species have superior quantum yields at cool temperatures, but lower quantum yield than C4 species at warm temperature. Using quantum yields, it is possible to model the relative performance of C3 versus C4 photosynthesis as a function of CO2 and temperature as temperature increases, the CO2 level at which C4 species perform as well as C3 plants increases ( Fig. 7 ). For unexplained reasons, C4 grasses have higher light-use efficiencies than do C4 dicots, and thus begin to outperform C3 species at cooler conditions and higher CO2 Ebenen.

Tabelle III. Energy Requirements for Carbon Metabolism to Triose Phosphate, and Associated Quantum Yields of C3 and C4 Plants at 30°C a

ATPNADPHQuantum yield at 30°C, 350 ppm CO2
C3Photosynthese
No photorespiration320.078
With 32% photorespiration53.20.053
C4 Photosynthese
NADP-ME and NAD-ME types
C3 Kreislauf32
C4 Kreislauf2
25% leak rate0.5
3% photorespiration0.150.1
Gesamt5.652.10.055 to 0.068
PCK types (assuming 25% NAD-ME activity per unit of PCK activity) b
C3 Kreislauf32
C4 Kreislauf1.25
25% leak rate0.31
3% photorespiration0.150.1
Gesamt4.712.10.06 to 0.65

Figure 6 . The quantum yield of C3 and C4 species as a function of leaf temperature at 350 ppm CO2. In the C3 response (represented by Avena sativa), rising temperature decreases quantum yields because of increased photorespiration. In the C4 species, quantum yields are independent of temperature, and the hatched regions indicate the range of quantum yields observed in numerous C4 dicot and grass species. (Developed from data in Ehleringer and Pearcy, 1983 .)

Abbildung 7. The effect of temperature on the CO2 level at which the photosynthetic performance of C3 species equals that of C4 Spezies. Responses were modeled using quantum yield differences between C3 and C4 Spezies. (Adapted from Ehleringer et al., 1997 , with permission.)


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