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Wie beeinflusst Cholesterin die Fluidität einer Plasmamembran?


Mir wurde zuvor beigebracht, dass Cholesterin die Fluidität einer Plasmamembran beeinflusst. Bei hohen Temperaturen verringert Cholesterin die Fließfähigkeit und bei niedrigen Temperaturen erhöht Cholesterin die Fließfähigkeit. Die Khan-Akademie und die Wikipedia-Seiten unten sagen dasselbe.

https://www.khanacademy.org/video/cell-membrane-fluidity https://www.wikiwand.com/en/Membrane_fluidity

In einem aktuellen College-Kurs heißt es jedoch im Lehrbuch ("Molecular Biology of the Cell 6th" von Bruce Alberts et al.), dass Cholesterin die Beweglichkeit der ersten paar CH2-Gruppen der beiden Fettsäureketten eines Phospholipids reduziert. Auf diese Weise macht das Cholesterin die Lipiddoppelschicht steifer und verringert die Permeabilität der Lipiddoppelschicht für kleine, wasserlösliche Moleküle. Es besagt jedoch, dass Cholesterin die Membran nicht wirklich weniger flüssig macht.

Ist das Lehrbuch aus meinem aktuellen Kurs nur eine differenziertere Erklärung oder habe ich etwas anderes falsch verstanden?


Cholesterin beeinflusst sicherlich die Fluidität der Plasmamembran. 1978 fand Cooper heraus, dass eine Erhöhung des Verhältnisses von Cholesterin zu Phospholipiden die Membranfluidität verringerte. Dies verringert auch die Membrandurchlässigkeit und verringert das Überleben der Zellen (in diesem Fall der roten Blutkörperchen). Ich kann mir vorstellen, dass die Lehrbücher hier ihre Schlussfolgerungen ziehen.

Vor kurzem haben Rog et al., 2008, die Bedeutung der Hydroxylgruppe im Cholesterin nachgewiesen, indem sie sie durch ein Keton ersetzt haben. Dies beeinflusste die Fließfähigkeit und die Flip-Flop-Rate.


Bei hohen Temperaturen stabilisiert Cholesterin die Plasmamembran durch Anhebung des Schmelzpunktes, so dass der Grad der Fluidität gleich bleibt.

Bei niedrigen Temperaturen interkaliert Cholesterin zwischen der Phospholipid-Doppelschicht und verhindert daher eine Clusterbildung. Clustering ist die Versteifung von Phospholipiden (die durch niedrige Temperaturen verursacht werden kann) Dies steuert die Fließfähigkeit.

Cholesterin kann auch die Durchlässigkeit der Zellmembran für hydrophile Moleküle und Ionen wie Natrium und Wasserstoff verringern.


Wie beeinflussen Sterole die Membranfluidität?

Cholesterin wirkt als bidirektionaler Regler von Membranfluidität denn bei hohen Temperaturen stabilisiert es die Membran und erhöht seinen Schmelzpunkt, wohingegen es bei niedrigen Temperaturen zwischen die Phospholipide interkaliert und diese daran hindert, sich zu verklumpen und zu versteifen.

Was erhöht die Membranfluidität? Das Verhältnis von gesättigten und ungesättigten Fettsäuren bestimmt die Flüssigkeit in dem Membran bei kalten Temperaturen. Cholesterin fungiert als Puffer und verhindert, dass niedrigere Temperaturen inhibiert werden Flüssigkeit und verhindert höhere Temperaturen von Erhöhung der Fließfähigkeit.

Welche Faktoren beeinflussen außerdem die Fließfähigkeit der Zellmembran?

  • Die Länge des Fettsäureschwanzes. Die Länge des Fettsäureschwanzes beeinflusst die Fluidität der Membran.
  • Temperatur. Mit steigender Temperatur steigt auch die Fließfähigkeit der Phospholipid-Doppelschicht.
  • Cholesteringehalt der Doppelschicht.
  • Der Sättigungsgrad der Fettsäuren Schwänze.

Wie beeinflusst die Temperatur die Fluidität einer Membran?

Hoch Temperatur Erhöht sich Flüssigkeit Wenn Körper Temperatur erhöht, zum Beispiel bei hohem Fieber, die Zell Membrandose flüssiger werden. Dies geschieht, wenn die Fettsäureschwänze der Phospholipide weniger starr werden und mehr Bewegung von Proteinen und anderen Molekülen in und durch die Membran.


Extremophile: Heiße Umgebungen

Zellenwand

Die Aufrechterhaltung der Membranfluidität ist für die normale Zellfunktion unerlässlich, und die Mechanismen zur Aufrechterhaltung stabiler und adaptiver Membranen in hyperthermophilen Archaeen und Bakterien unterscheiden sich erheblich voneinander. Studien an künstlichen Membranen (d. h. Liposomen) zeigen, dass die Membranen von Hyperthermophilen Mechanismen entwickelt haben, um einen Flüssigkristallzustand bei hohen Temperaturen aufrechtzuerhalten. In Archaeen bestehen Lipide aus isoprenoiden Alkoholketten, die über Ether mit dem Glycerinrückgrat verbunden sind. Etherbindungen werden auch in geringen Anteilen in einigen thermophilen Bakterien gefunden und können eine thermophile Anpassung markieren. Auch die Lipiddoppelschicht ist an bestimmten Stellen durch C . vernetzt 40 Transmembran-Phytanylketten (d. h. Tetraetherlipide). Membranen, die diese membranüberspannenden Lipide enthalten, sind viel thermostabiler als solche, die aus Phosphodiesterlipiden gebildet werden. Der Anteil von Tetraether-zu-Diether-Lipiden in Methanocaldococcus jannaschii stieg mit der Temperatur signifikant an, was die Idee unterstützt, dass ein erhöhter Anteil an Tetraetherlipiden in Archaeenmembranen zur Thermostabilität der Zellwand beiträgt.


Warum ist die Fluidität der Zellmembran wichtig?

Lesen Sie hier mehr dazu. Was ist außerdem die Fluidität der Zellmembran?

Fluidität der Membran. In der Biologie, Membranfluidität bezieht sich auf die Viskosität der Lipiddoppelschicht von a Zellmembran oder ein synthetisches Lipid Membran. Viskosität des Membran kann die Rotation und Diffusion von Proteinen und anderen Biomolekülen innerhalb des Membran, wodurch die Funktionen dieser Dinge beeinflusst werden.

Welche Komponente ist außerdem für die Fluidität der Zellmembran am wichtigsten? Phospholipide

Wissen Sie auch, was die Fließfähigkeit der Zellmembran beeinflusst?

Um es kurz zusammenzufassen, heute haben wir die drei gelernt Faktoren das kann die Membranfluidität beeinflussen, die erste ist die Temperatur. Wenn die Temperatur steigt, Flüssigkeit nimmt auch zu. Das zweite ist Cholesterin. Und Cholesterin wirkt als Puffer und erhöht Flüssigkeit bei niedrigen Temperaturen und abnehmend Flüssigkeit bei hohen Temperaturen.

Welche Vorteile hat die Zellmembran als Flüssigkeitsmosaik?

Es zeigt, dass die Membran kann sich leicht selbst reparieren. Membran hat eine dynamische Natur und kann daher leicht einige große Partikel durchdringen. Wasser kann aufgrund der Anwesenheit von Tunnelproteinen leicht passieren.


Materialen und Methoden

Primärkulturen von Hippocampus-Neuronen von Ratten

Hippocampus-Neuronen wurden aus 18-Tage-Embryonen von schwangeren Sprague-Dawley-Ratten gewonnen und für 10� DIV kultiviert, wie zuvor beschrieben (Aguayo und Pancetti, 1994).

HEK-293 Zellkultur

HEK-Zellen wurden in Dulbecco’s modifiziertem Eagle’s-Medium (D-MEM Life Technologies, Carlsbad, CA, USA), ergänzt mit 10 % fötalem Rinderserum (Life Technologies) und Streptomycin/Penicillin (jeweils 200 Einheiten, Life Technologies) kultiviert. . Zellen wurden mit 5% CO . gehalten2 bei 37ଌ.

Herstellung von Beta-Amyloid-Peptid

Humanes A𻉂, das mit FAM am N-Terminus oder ohne Fluoreszenz fluoreszenzmarkiert war, wurde von Biomatic (USA) bzw. GenicBio (China) bezogen. Oligomere Spezies von A𻉂 (AβÖ) wurden wie zuvor beschrieben hergestellt (Peters et al., 2013). Kurz gesagt wurde Aβ in HFIP (10 mg/ml) (Merck Millipore, USA) gelöst und in einem mit Parafilm verschlossenen Röhrchen 2 h bei 37ଌ inkubiert. Dann wurde die Lösung bei 4ଌ für 20 min inkubiert und Aliquots von 5 μL wurden in 1,5 ml Eppendorf-Röhrchen gegeben. Die Röhrchen wurden mit offenen Deckeln in der Kammer belassen, um das Lösungsmittel zu verdampfen (etwa 20 min) und bis ein dünner klarer Film am Boden des Röhrchens erschien. Nachdem die Verdampfung abgeschlossen war, wurden Aliquots bei –80°C gelagert. Um die Filme aufzulösen, um eine oligomerreiche Lösung für die Experimente zu bilden, wurde nanoreines Wasser zugegeben, um eine Endkonzentration von 80 μM zu erhalten, und die Röhrchen wurden bei Raumtemperatur für 20 Minuten inkubiert. Anschließend wurde der Lösung ein teflonbeschichteter Magnetrührstäbchen (Größe: 2 mm × 5 mm) zugesetzt und bei Raumtemperatur (typischerweise 22ଌ) bei 500 U/min für 24� h gerührt. Diese Lösung wurde verwendet, um die Experimente durchzuführen. Um das Vorhandensein von Aβo in den in allen Experimenten verwendeten Präparaten zu charakterisieren, verwendeten wir Transmissionselektronenmikroskopie gekoppelt mit Immunogold-Färbung, die das Vorhandensein von kugel- oder scheibenförmigen Strukturen von Aβ im Größenbereich von ungefähr 5 bis 25 nm zeigte (Ergänzende Abbildung S1).

Immunogold- und Transmissionselektronenmikroskopie

Fünf Mikroliter Aβo mit einer Konzentration von 50 μM wurden auf kohlenstoffbeschichtete Formvar-Gitter (Origen) aufgetragen. Unspezifische Immunreaktivität wurde mit 3% Rinderserumalbumin (BSA) 30 min bei Raumtemperatur blockiert und mit dem primären Antikörper anti-Aβ (1:50 Santa Cruz Biotechnology) 1 h inkubiert. Ein sekundärer 5-nm-goldkonjugierter Anti-Maus-IgG-Antikörper wurde in einer 1:20-Verdünnung für 30 Minuten verwendet. Die Proben wurden mit einer 2%igen Glutaraldehydlösung für 5 min fixiert. Aβo wurden mit 5 μL von 0,2 % (wt/vol) Phosphorwolframsäure gefärbt und das Gitter wurde luftgetrocknet. Die Proben wurden unter Verwendung eines JEOL 1200 EX II Elektronenmikroskops untersucht.

Veränderungen des Cholesterinspiegels in der Zellmembran

Um den Cholesterinspiegel im Neuron und in der Plasmamembran zu erhöhen, wurden die Zellen mit Medien inkubiert, die den M𻋍/Cholesterin-Komplex (Cholesterin-Wasserlöslich, Sigma, USA) enthielten (Fjaervik und Zotchev, 2005). Sofern nicht anders angegeben, betrug die in den Experimenten verwendete Cholesterinkonzentration 200 μM. Die Zellen wurden sofort in dieser Lösung für 20 min bei 37ଌ in Kulturmedium inkubiert und mit PBS gewaschen, bevor Aβ zugegeben wurde. Um den Cholesteringehalt zu senken, wurden Zellen mit M𻋍 (Sigma, USA) inkubiert (Taube et al., 2009). Sofern nicht anders angegeben, betrug die in den Experimenten verwendete Konzentration 3 mM. Mit dieser Lösung in Kulturmedium wurden die Zellen 30 min bei 37 °C inkubiert. Anschließend wurden die Zellen mit PBS gewaschen und die Aβ-Behandlungen wurden eingeleitet. Es ist wichtig zu bedenken, dass sowohl M𻋍- als auch M𻋍/Cholesterin-Komplexe wahrscheinlich den Cholesteringehalt in inneren Membranen verändern. Um die Veränderungen in der Membran zu quantifizieren, verwendeten wir daher Fillipin III (siehe Abschnitt “Quantifizierung von Cholesterin”), von dem angenommen wird, dass es hauptsächlich mit Membransterolen interagiert (Aparicio et al., 2004 Karnell et al., 2005 Ng et al ., 2005 Maxfield und Wustner, 2012 Payero et al., 2015). Darüber hinaus haben wir bei der ANEP-GP-Bildgebung (siehe Abschnitt 𠇍i-4-ANEPPDHQ (ANEP)-Färbung und GP-Bildgebung”) bei der Analyse nur Pixel in der peripheren Plasmamembran berücksichtigt (Jaureguiberry et al., 2014).

Quantifizierung von Cholesterin

Filipin III aus Streptomyces filipinensis (Sigma, USA), das mit hoher Affinität an Cholesterin bindet, wurde für die Fluoreszenzquantifizierung verwendet (Karnell et al., 2005 Jaureguiberry et al., 2014). 5 mg Filipin III wurden in 400 μL DMSO gelöst, was eine Stammlösung von 12,5 mg/ml ergab, die bei -80ଌ gelagert wurde. Die Zellen wurden für 45 min mit Filipin III (50 μg/ml) bei RT in PBS nach der Postfixierung (15 min mit 4% Paraformaldehyd) inkubiert. Die Zellen wurden mit PBS gewaschen und die Fluoreszenz jeder Vertiefung, die den Cholesterinspiegel auf der Zelloberfläche anzeigt, wurde auf einem NiovoStar-Plattenlesegerät (BMG Labtech, Deutschland) mit einem Filter Ex = 340 nm/Em = 450 nm abgelesen.

Zelllebensfähigkeits-Assay

Nach Erhöhung oder Senkung des Cholesterinspiegels in der Membran und anschließender Aβ-Behandlung wurden die Zellen mit einer MTT-Lösung inkubiert, um die Lebensfähigkeit der Zellen zu messen. MTT wurde in DPBS (Gibco, Vereinigte Staaten) zu 5 mg/ml gelöst und 100 &mgr;m MTT-Lösung wurde in jede Vertiefung gegeben, um eine Endkonzentration von 0,45 mg/ml zu erreichen. Die Inkubation erfolgte 2 h bei 37ଌ. Danach wurde in jede Vertiefung eine Solubilisierungslösung gegeben, um Formazankristalle aufzulösen [Solubilisierungslösung: 40% (Vol./Vol.) Dimethylformamid in 2% (Vol./Vol.) Eisessig + 16% (Gew./Vol.) Natriumdodecylsulfat , pH = 4,7]. Die Zellen wurden auf einem NovoStar-Mikroplatten-Photometer (BMG Labtech, Deutschland) bei einem Abs von 570 nm abgelesen.

Elektrophysiologie

Elektrophysiologische Aufnahmen wurden wie zuvor beschrieben mit der Patch-Clamp-Technik durchgeführt (Sepúlveda et al., 2014). Kurz gesagt wurden Aβ-Aggregate mit 0,5𠄱 μM/L verwendet. Perforierte Aufnahmen wurden wie folgt erhalten: Das Perforationsmittel wurde in die Pipettenlösung gegeben und ein 5 mV-Puls wurde verwendet, um die Bildung der Perforation bei einem Haltepotential von -60 mV unter Verwendung eines Axopatch 200B-Verstärkers (Molecular Devices, USA) zu überwachen. . Die Daten wurden unter Verwendung eines 1322A Digidata-Erfassungsboards angezeigt und gespeichert und mit der elektrophysiologischen pClamp 10.1-Software (Molecular Devices, USA) analysiert. Die externe Lösung enthielt folgendes (in mmol/L): 150 NaCl, 5,4 KCl, 2,0 CaCl2, 1,0 MgCl2, 10 Glucose und 10 HEPES (pH 7,4, 330 mOsm). Die interne Standardlösung in der Patch-Pipette enthielt Folgendes (in mmol/L): 120 KCl, 4,0 MgCl2, 10 BAPTA und 2,0 Na2-ATP (pH 7,4, 310 mOsmol). Einige Experimente beinhalteten eine interne Lösung, die das NA7-Peptid (20 μmol/L) (Peptide 2.0, USA) enthielt.

Immunzytochemie

Hippocampus-Neuronen wurden für 15 min mit 4% Paraformaldehyd fixiert. Danach wurden die Zellen mit Permeabilisierungs- und Blockierungslösung mit 0,1% Triton X-100 in HS:PBS 1:10 für 20 min inkubiert. Monoklonaler Maus-Anti-MAP2-Antikörper (1:200 Santa Cruz Biotechnology, Dallas, TX, USA) wurde über Nacht inkubiert, gefolgt von einer Inkubation mit einem sekundären Anti-Kaninchen-IgG, konjugiert mit Cy3 (1:500 Jackson Immuno Research Laboratories, West Grove, PA, USA) für 2 Stunden. Alle Antikörper wurden mit Pferdeserum (10 %) in PBS verdünnt. Die Proben wurden in ein DAKO-Eindeckmedium (Dakozytomation, USA) montiert und unter einem spektralen konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop (LSM780, Zeiss, Deutschland) unter Verwendung eines 63× 1,4 Ölimmersionsobjektivs mit numerischer Apertur (Zeiss, Deutschland) unter den folgenden Bedingungen beobachtet: zur Anregung verwendeten wir zwei Laserlinien (488 nm, 561 nm) und die Emission wurde im Bereich von 490� nm bzw. 569� nm gesammelt. 16-Bit-Bilder wurden mit einer Pixelzeit von 1,58 μs und einer Pixelgröße von 110 nm aufgenommen.

Quantifizierung von Anzahl und Größe von Aβ-FAM-Clustern

Aufgrund der Beugungsgrenze von Licht können oligomere Spezies von Aβ mit einem herkömmlichen konfokalen Laserlichtmikroskop nicht beobachtet werden. Darüber hinaus erfährt Licht eine Beugung, während es sich in einem Abbildungssystem bewegt, was zu einer Bildunschärfe führt und den visuellen Zugang zu Details einschränkt. Die Unschärfe zeichnet sich durch eine Point-Spread-Funktion (PSF) aus, die zusammen mit dem Originalbild in einem Dekonvolutionsalgorithmus verwendet werden kann, um mikroskopische Details wiederherzustellen. Daher entfalteten und analysierten wir mit dem Richardson-Lucy-Algorithmus, der vom DeconvolutionLab2-Plugin (Ng et al., 2005) in ImageJ (NIH) bereitgestellt wurde, und einer theoretischen PSF (basierend auf Bildgebungsparametern) die konfokalen Mikroaufnahmen von Neuronen, die mit einem oligomeren Präparat behandelt wurden des N-terminalen fluoreszenzmarkierten Aβ. Der Dekonvolution folgte eine Z-Projektion mit maximaler Intensität und eine Hintergrundanpassung. Unter Verwendung des MAP-2-Signals erzeugten wir eine Maske, um nur das Signal von fluoreszierendem Aβ auf dem Neuron zu erhalten, in dem die Analyse durchgeführt wurde. Die mikroskopischen Aufnahmen wurden verwendet, um die Größe und Anzahl der fluoreszierenden Punkta von Aβ (oder Clustern) auf den ersten 20 μm der neuronalen Primärprozesse mit Messwerkzeugen der ImageJ-Software zu quantifizieren. Wir haben Aβ-Clustering als den Prozess definiert, bei dem Aβ-Oligomere weiterhin auf der Oberfläche der Membran aggregieren und Strukturen sichtbar machen, die durch ihre Anzahl und Größe mit einem Lichtmikroskop quantifiziert werden können. Mindestens 40 Prozesse pro Bedingung wurden gezählt.

Di-4-ANEPPDHQ (ANEP)-Färbung und GP-Bildgebung

Nach den Behandlungen zur Erhöhung oder Verringerung des Cholesteringehalts wurden die Zellen mit Di-4-ANEPPDHQ (Thermo Fisher Scientific, USA) inkubiert. Der Farbstoff wurde in DMSO gelöst und als Stammlösung bei –20°C aufbewahrt. Am Tag des Experiments wurde 1 μL der Stammlösung zu 1 ml PBS hinzugefügt, um eine Endkonzentration von 1,6 μM zu erreichen, und die Zellen wurden mit dieser Lösung 45 min bei 37ଌ inkubiert. Danach wurden die Zellen gespült, um den überschüssigen Farbstoff zu entfernen, 15 min mit 4% Paraformaldehyd fixiert und mit PBS gewaschen. Die Zellabbildung wurde unter Verwendung von Spektralabbildungs-Laserscanning-Konfokalmikroskopie durchgeführt. 16-Bit-Bilder wurden mit einer Pixelzeit von 3,15 μs und einer Pixelgröße von 83 nm aufgenommen. Es wurde eine Anregungswellenlänge von 488 nm verwendet und gleichzeitig zwei Emissionsbilder im Bereich von 449� nm (Kanal 1) und 619� nm (Kanal 2) aufgenommen. Beide Kanäle wurden unter den gleichen Bildgebungsbedingungen erfasst. Für die Bildanalyse wurden Bilder aus den Kanälen 1 und 2 verwendet, um den GP (Sánchez et al., 2007 Navarro-Lérida et al., 2015) in jedem Pixel zu berechnen, um das GP-Bild zu erhalten (Ergänzende Abbildung S2) gemäß nach der folgenden Formel und unter Verwendung der ImageJ-Software (NIH):

Woher Ich1 und Ich2 sind die Fluoreszenzintensität für Kanal 1 bzw. Kanal 2. Als nächstes wurde Ch1 verwendet, um eine Membranmaske zu erstellen (Ergänzende Abbildung S2). Diese Maske bestand aus den ersten fünf Pixeln von der Außenseite der Zelle nach innen (Jaureguiberry et al., 2014) und wurde verwendet, um aus dem GP-Bild den der Membran entsprechenden GP-Wert zu erhalten. Das aus der GP-Analyse abgeleitete Histogramm liefert den “Membrane Average GP value” (Zentrum der Verteilung) und kann mithilfe der Coverage-Analyse erhalten werden (Jaureguiberry et al., 2014). Für die Coverage-Analyse wurde die Normalverteilung des Histogramms mit dem Tool 𠇏it Multi-peaks” von Origin Pro 8 (Microcal, Origin Lab, Northampton, MA, USA) an 2 Gaußsche Peakfunktionen angepasst. Der Durchschnittswert jeder neuen Gauss-Funktion wurde als GP1 bzw. GP2 bezeichnet (Ergänzende Abbildung S2), und der Prozentsatz der Abdeckung jeder Gauss-Funktion in Bezug auf die ursprüngliche Verteilung wurde berechnet (ausgedrückt als 𠇊rea of ​​GP”) (Ergänzende Abbildung S2).

Datenanalyse

Alle aus den Messungen des kapazitiven Stroms, der Fluoreszenz und aller anderen Parameter erhaltenen Daten wurden unter Verwendung von OriginPro 8.0 (Microcal, Origin Lab, Northampton, MA, USA) analysiert und aufgetragen. Experimente mit M𻋍 und dem M𻋍/Cholesterin-Komplex zeigten, dass sie allein keine Wirkung hatten, so dass, sofern nicht anders angegeben, der in der Studie berichtete Kontrollzustand in Gegenwart des Modulators berücksichtigt wurde. Die Membranladung wurde durch Integrieren des transienten kapazitiven Stroms nach Subtrahieren der Pipettenkapazität berechnet. Unter dieser Bedingung repräsentiert die Fläche unter dem kapazitiven Strom die übertragene Membranladung (fC). Dann haben wir den Strom mit einer Standard-Exponentialfunktion unter Verwendung des Chebyshev-Algorithmus angepasst, um das Tau für den Abfall des Stroms zu berechnen. Mit dieser Strategie berechneten wir die Gesamtladung, die unter der Patchpipette auf die Membran übertragen wurde. Die Ladungstransferkurven wurden unter Verwendung eines Dosis-Reaktions-Funktionsalgorithmus angepasst. Sofern nicht anders angegeben, werden die Ergebnisse, einschließlich der Bildanalyse, als mittlerer ± SEM von mindestens fünf bis acht Neuronen oder Zellen dargestellt. Statistische Unterschiede wurden mit 1-Weg-ANOVA oder gepaarten Student’s . bestimmt T-Tests, gefolgt von den Bonferroni post hoc in einigen Fällen testen. Ein Wahrscheinlichkeitsniveau (P) weniger als 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen.


Materialen und Methoden

Zellkultur

Rinder-Aorten-Endothelzellen (BAECs Cambrex East Rutherford, NJ) zwischen den Passagen 12 und 16 wurden in DMEM (Invitrogen, Carlsbad, CA) mit 10 % fötalem Rinderserum (FBS Sigma-Aldrich, St. Louis, MO), 10 µg/ml . gezüchtet Penicillin, Streptomycin und Kanamycinsulfat (Invitrogen, Carlsbad, CA). Zellkulturen wurden in einem befeuchteten Inkubator bei 37 °C mit 5 % CO . gehalten2. Die Zellen wurden alle 3-4 Tage geteilt.

Modulation des zellulären Cholesterinspiegels

BAECs wurden durch Inkubation mit cholesteringesättigtem Methyl-β-Cyclodextrin (MβCD) oder unter Verwendung von MβCD, das nicht mit Cholesterin komplexiert ist, mit Cholesterin angereichert oder davon abgereichert, wie in früheren Studien beschrieben (Levitan et al., 2000). Die Massenanalyse des freien Cholesterins wurde durch Gas-Flüssigkeits-Chromatographie (GLC) durchgeführt (Levitan et al., 2000). Der Zellproteingehalt wurde auf dem Lipid-extrahierten Monolayer unter Verwendung einer Modifikation des Verfahrens von Lowry et al. (Lowry et al., 1951). Alle Massenwerte wurden auf Basis des Zellproteins normalisiert.

Haltegurtkraftmessung

Die Messungen wurden wie zuvor beschrieben (Sun et al., 2005) sowohl bei Raumtemperatur als auch bei 37 °C durchgeführt (gesichert durch die Verwendung eines Gehäuses mit einem Thermostat, das die AFM-Workstation umgibt). Kurz gesagt, das selbstgebaute AFM wurde auf dem Tisch eines inversen Mikroskops Olympus IX70 montiert. Jeder in den Experimenten verwendete Siliziumnitridausleger (Veeco, Santa Barbara, CA) wurde vor einer gegebenen Messung unter Verwendung einer thermischen Rauschamplitudenanalyse kalibriert (Butt und Jaschke, 1995, Hutter und Bechhoefer, 1993). Die gemessenen Federkonstanten lagen zwischen 8 und 12 mN/m, in guter Übereinstimmung mit dem vom Hersteller angegebenen Nennwert von 10 mN/m. Eine 60-mm-Petrischale mit Zellen in CO2-unabhängiges Medium bei Raumtemperatur, ergänzt mit 10 µg/ml Penicillin, Streptomycin und Kanamycinsulfat, wurde unter das AFM gelegt. Der Ausleger wurde in Richtung der Zelle abgesenkt, bis der Kontakt hergestellt war. Der Kontakt wurde 2 bis 30 Sekunden aufrechterhalten, wonach der Ausleger mit konstanter Geschwindigkeit zurückgezogen wurde (3, 9, 15 und 21 µm/Sekunde wurden in den Experimenten verwendet). Eine typische Retraktion führte zu einer Reihe von stufenartigen Diskontinuitäten (Abb. 1A). Die Schrittweite entspricht der Kraft, die benötigt wird, um ein einzelnes Halteseil, insbesondere das letzte, zu ziehen. Mehrere hundert stufenartige Ereignisse wurden unter Verwendung von 15-50 Zellen aufgezeichnet, wobei jede Zelle mehreren Retraktionsexperimenten unterzogen wurde. Die Datenanalyse wurde mit Igor 4.09 (WaveMetrics, Lake Oswego, OR) durchgeführt.

Bestimmung der Membranoberflächenviskosität

Mit dem AFM-Gerät misst man direkt die Haltekraft F als Funktion der Tether-Wachstumsgeschwindigkeit VT (in unserem Fall die Einfahrgeschwindigkeit des AFM-Cantilevers), also die Funktion F(VT). Der Mittelwert von F wurde aus der Gaußschen Anpassung an das Histogramm bestimmt, das aus den aufgezeichneten stufenförmigen Ereignissen konstruiert wurde, mindestens 500 wurden in den Experimenten bei Raumtemperatur und (aufgrund des höheren thermischen Rauschens) 1000 bei 37°C verwendet. Auch die Breite der Gaussianer wurde analysiert, da diese Größe Informationen über die Streuung der Daten aufgrund der Variabilität in Haltebändern, Zellen und Experimenten enthält.

Es gibt verschiedene Theorien zur Analyse der Funktion F(VT), einschließlich Potenzgesetz (Brochard-Wyart et al., 2006 Evans et al., 2005 Heinrich et al., 2005) und linearer Beziehung (Hochmuth et al., 1996). In unserem experimentellen Regime ist die lineare Beziehung F=F0+2πηeffVT gut gearbeitet. Die effektive Viskosität ηeff und Schwellenzugkraft F0 wurden dann jeweils aus der Steigung und dem Schnittpunkt der Linie bestimmt, die verwendet wurde, um die Daten anzupassen. Die Schwellenkraft zum Herausziehen eines Halteseils ist gegeben durch

Störung des Zytoskeletts

Für Zytoskelett-Zerstörungsexperimente wurden die Zellen bei 37 °C, 5 % CO . kultiviert2 in 1 μM Latrunculin A-Lösung in DMEM, enthaltend 10 μg/ml Penicillin, Streptomycin und Kanamycinsulfat (Invitrogen). Die Zellen wurden 30 Minuten vor den AFM-Messungen behandelt, die in Latrunculin-A-freiem CO . durchgeführt wurden2-unabhängiges Medium, bei Raumtemperatur, wie oben beschrieben.

Konfokale Fluoreszenzrückgewinnung nach Photobleaching

Für DiIC12 Markierung wurden die Zellen mit 0,5 µg/ml DiIC . inkubiert12 (Stamm 5 mg/ml in DMSO) in DMEM ohne FBS für 20 Minuten. Konfokales FRAP wurde wie von Kenworthy et al. (Kenworthy et al., 2004). Kurz gesagt wurde ein Zeiss LSM 510 Meta NLO 2-Photonen-Konfokalobjektiv (Carl Zeiss, Thornwood, NY) mit einem 63× 1,4 NA Zeiss Plan Apochromat Ölimmersionsobjektiv verwendet, bei digitalem Zoom von 2, Scangeschwindigkeit von 10, mit dem Stift -Lochsatz bei 1 Airy-Einheit. Prebleach- und Postbleach-Bilder wurden mit niedriger Laserintensität (bei 488 nm) aufgenommen. Das Photobleichen wurde unter Verwendung von 10 Scans mit dem 800 nm Chameleon 2-Photonen-Lasersystem in einem rechteckigen interessierenden Bereich mit einer Breite von 4 µm durchgeführt. Alle FRAP-Messungen wurden in CO . durchgeführt2-unabhängiges Medium bei Raumtemperatur. Im Fall von Zytoskelett-Zerstörungsexperimenten wurden die Zellen vor der Messung 10 Minuten lang mit Latrunculin A behandelt, wie oben beschrieben. Die effektiven Diffusionskoeffizienten wurden aus den Postbleach-Bildserien mit einem Programm bestimmt, das die experimentellen und simulierten Wiederfindungen in den gebleichten Bereich vergleicht (Siggia et al., 2000).

Visualisierung des Aktinzytoskeletts und der Zellmorphologie

Um das Mikrofilament-Netzwerk sichtbar zu machen, wurde eine F-Aktin-Färbung unter Verwendung eines Standardverfahrens durchgeführt. Die Zellen wurden 10 Minuten in 4% Paraformaldehyd (PFA) fixiert, 5 Minuten mit 0,1% Triton X-100 permeabilisiert, 15 Minuten mit PBS (2% FBS) und anschließend mit 0,1 µM Rhodamin-Phalloidin (Sigma, St .) inkubiert Louis, MO) für 20 Minuten. Nach jedem Schritt wurden die Proben dreimal in PBS gespült. Bilder wurden unter Verwendung eines konfokalen Systems Bio-Rad Radiance 2000 (Carl Zeiss Microimaging, Thornwood, NY) aufgenommen. Die Zellmorphologie als Funktion der Cholesterinbehandlung wurde mit Differential-Interferenz-Kontrast-(DIC)-Mikroskopie sichtbar gemacht. Die Bilder wurden unter Verwendung des DIC-Bildgebungsmoduls auf dem konfokalen Zeiss LSM 510 Meta NLO 2-Photonen (Carl Zeiss, Thornwood, NY) mit einem 63 × 1,4 NA Zeiss Plan Apochromat Ölimmersionsobjektiv aufgenommen. Um den Bias zu minimieren, wurden Blindexperimente durchgeführt. Kontroll- und Cholesterin-behandelte Zellen wurden auf demselben Deckglas (geeigneterweise in zwei Regionen aufgeteilt) von einem Individuum kultiviert und anschließend von einem anderen abgebildet, ohne zu wissen, welcher Bereich die behandelten oder Kontrollzellen enthielt.

Bindungskraftberechnung

Statistische Analyse

Die Kovarianzanalyse wurde verwendet, um die Ergebnisse von Experimenten zum Ziehen von Seilen unter verschiedenen Bedingungen zu vergleichen. Für den FRAP-Datenvergleich wurde ein Student T-Test verwendet wurde (Zar, 1999).


Salmonellen-Kälte-Stress-Reaktion: Mechanismen und Vorkommen in Lebensmitteln

Steven C. Ricke, . Young Min Kwon , Fortschritte in der angewandten Mikrobiologie , 2018

5. Schlussfolgerungen

Bakterien können in der Umgebung auf unerwartete Temperaturabsenkungen stoßen, die erfordern, dass sie als Reaktion auf die Regulation der Genexpression zelluläre physikalische und biochemische Modifikationen erzeugen. Dazu gehören die Aufrechterhaltung der Zellmembranfluidität, DNA-Supercoiling-Modifikationen, CSPs, mRNA-Sekundärstrukturmodulation und andere Mechanismen in Abhängigkeit vom Kälteschockniveau und der Expositionszeit. Salmonellen können physiologische und genetische Reaktionen auf Kältestress ausdrücken, sie können in einer kalten Umgebung über lange Zeiträume überleben und verschiedene Modifikationen induzieren, einschließlich eines Kreuzschutzes gegen andere Stressoren und Virulenzfaktoren. In einigen Fällen verursachte Kältestress eine Verbesserung der Salmonellen Pathogenität durch zunehmende Adhäsion und Invasion an Epithelzellen, was die Exposition gegenüber kalten Umgebungen während der Herstellung, des Transports und der Lagerung demonstriert, könnte ein erhebliches Problem für die Lebensmittelsicherheit darstellen. Ob dies als Risikofaktor angesehen werden muss, ist derzeit unklar, da nicht bekannt ist, wie vorübergehend einige der Reaktionen sind. Andere Aspekte wie Serovarunterschiede müssen ebenfalls untersucht werden. Daher sind die Mechanismen von Salmonellen Die Stressreaktion auf Kälte muss nicht nur für einzelne Serovare, sondern auch für verschiedene Serovare eingehender untersucht werden, um eine bessere Kontrolle von Salmonellen Einsatz von kalten Temperaturen in der Lebensmittelindustrie.


Materialen und Methoden

Unser mesoskopisches Modell wurde mithilfe der dissipativen Partikeldynamik (DPD) untersucht (29). Die Bewegungsgleichungen wurden unter Verwendung einer modifizierten Version des Geschwindigkeits-Verlet-Algorithmus mit einem reduzierten Zeitschritt von 0,03 integriert. Die wichtigste Modifikation des DPD-Standardalgorithmus ist eine Methode, die wir implementiert haben, um sicherzustellen, dass die Membran in einem spannungslosen Zustand simuliert wird. Nach durchschnittlich 15 Zeitschritten wurde ein Monte-Carlo-Schritt gemacht, bei dem versucht wurde, die Fläche des Lipids so zu verändern, dass das Gesamtvolumen konstant blieb. Die Akzeptanzregel für diesen Zug beinhaltet die auferlegte Grenzflächenspannung (15), die für unsere Simulationen auf Null gesetzt wurde. Weitere Details zu den Simulationstechniken finden Sie in Lit. 15. Um eine ausreichende Flüssigkeitszufuhr zu gewährleisten, haben wir ein System von 100.000 Wassermolekülen für insgesamt 4.000 Cholesterin- und Lipidmoleküle verwendet. Cholesterinmoleküle wurden dem System durch zufälliges Ersetzen eines Lipidmoleküls durch ein Cholesterinmolekül derart hinzugefügt, dass die Konzentration der Cholesterinmoleküle auf den beiden Seiten der Membran gleich blieb.


Abstrakt

ZUSAMMENFASSUNG. Cholesterin ist ein wesentlicher Bestandteil der Plasmamembranen von Tieren mit vielfältigen Auswirkungen auf die physikalischen Eigenschaften von Membranen, einschließlich der Membranordnung (Fluidität), Phasenverhalten, Dicke und Permeabilität. Cholesterin beeinflusst auch funktionelle Eigenschaften von Zellmembranen wie die Aktivitäten verschiedener integraler Proteine. Da Cholesterin den Flüssigphasenmembranen Steifigkeit verleiht, ist es ein wahrscheinlicher Kandidat, um einigen der temperaturinduzierten Störungen in der Membranordnung entgegenzuwirken, die ansonsten von Tieren erfahren würden, die bei unterschiedlichen Körpertemperaturen leben. Wenn Cholesterin zur homöoviskosen Anpassung (HVA) beiträgt, ist wahrscheinlich mehr Cholesterin in den Plasmamembranen von warmbäuchigen Tieren vorhanden als von kaltbäuerlichen Tieren. Diese Vorhersage wird im Allgemeinen durch Studien unterstützt, die den Cholesteringehalt in Membranen von endothermen und ektothermen Tieren untersuchen. Vergleiche der Cholesterinspiegel bei temperaturakklimatisierten (oder akklimatisierten) Ektothermen zeigen einen Anstieg des Cholesterins mit der Temperatur, keine Änderung des Cholesteringehalts oder einen Anstieg des Cholesterins bei einer Abnahme der Temperatur. Diese unterschiedlichen Muster repräsentieren weitgehend Gewebe- und regionale Unterschiede in den Membranen (Membrandomänen). Die membranspezifische Natur der Cholesterinreaktion auf Temperatur ergibt sich wahrscheinlich aus der Vielzahl der Wirkungen, die Cholesterin auf Membranen ausübt, sowie aus der heterogenen Natur von Plasmamembranen. Diese Faktoren ermöglichen es Cholesterin auch, bei der Temperaturanpassung von Plasmamembranen in Tieren mehr als nur eine Rolle zu spielen.


Link zum Lernen

Besuchen Sie diese Seite, um Animationen zur Fließfähigkeit und Mosaikqualität der Membranen zu sehen.

Tiere haben einen zusätzlichen Membranbestandteil, der zur Aufrechterhaltung der Fluidität beiträgt. Cholesterin, das neben den Phospholipiden in der Membran liegt, neigt dazu, Temperatureinflüsse auf die Membran zu dämpfen. Somit fungiert dieses Lipid als Puffer, der verhindert, dass niedrigere Temperaturen die Fließfähigkeit hemmen, und verhindert, dass erhöhte Temperaturen die Fließfähigkeit zu stark erhöhen. Somit erweitert Cholesterin in beide Richtungen den Temperaturbereich, in dem die Membran entsprechend flüssig und damit funktionsfähig ist. Cholesterin erfüllt auch andere Funktionen, wie beispielsweise die Organisation von Clustern von Transmembranproteinen in Lipid-Rafts.

Komponenten und Funktionen der Plasmamembran
Komponente Standort
Phospholipid Hauptmembrangewebe
Cholesterin Angelagert zwischen Phospholipiden und zwischen den beiden Phospholipidschichten
Integrale Proteine ​​(zum Beispiel Integrine) Eingebettet in die Phospholipidschicht(en) können beide Schichten durchdringen oder nicht
Peripheren Proteinen Auf der inneren oder äußeren Oberfläche der Phospholipiddoppelschicht, die nicht in die Phospholipide eingebettet ist
Kohlenhydrate (Bestandteile von Glykoproteinen und Glykolipiden) Im Allgemeinen an Proteine ​​auf der äußeren Membranschicht gebunden


15.1: Membranen

Plasmamembranen umschließen und definieren die Grenzen zwischen dem Inneren und Äußeren von Zellen. Sie bestehen typischerweise aus dynamischen Doppelschichten von Phospholipiden, in die auch verschiedene andere fettlösliche Moleküle und Proteine ​​eingebettet sind. These bilayers are asymmetric&mdashthe outer leaf being different than the inner leaf in lipid composition and in the proteins and carbohydrates that are displayed to either the inside or outside of the cell. Various factors influence the fluidity, permeability, and various other physical properties of the membrane. These include the temperature, the configuration of the fatty acid tails (some kinked by double bonds), the presence of sterols (i.e., cholesterol) embedded in the membrane, and the mosaic nature of the proteins embedded within it. The cell membrane has selectivity it allows only some substances through while excluding others. In addition, the plasma membrane must, in some cases, be flexible enough to allow certain cells, such as amoebae, to change shape and direction as they move through the environment, hunting smaller, single-celled organisms.

Cellular membranes

A subgoal in our "build-a-cell" design challenge is to create a boundary that separates the "inside" of the cell from the environment "outside". This boundary needs to serve multiple functions that include:

  1. Act as a barrier by blocking some compounds from moving in and out of the cell.
  2. Be selectively permeable in order to transport specific compounds into and out of the cell.
  3. Receive, sense, and transmit signals from the environment to inside of the cell.
  4. Project "self" to others by communicating identity to other nearby cells.

Abbildung 1. The diameter of a typical balloon is 25cm and the thickness of the plastic of the balloon of around 0.25mm. This is a 1000X difference. A typical eukaryotic cell will have a cell diameter of about 50µm and a cell membrane thickness of 5nm. This is a 10,000X difference.

The ratio of membrane thickness compared to the size of an average eukaryotic cell is much greater compared to that of a balloon stretched with air. To think that the boundary between life and nonlife is so small, and seemingly fragile, more so than a balloon, suggests that structurally the membrane must be relatively stable. Discuss why cellular membranes are stable. You will need to pull from information we have already covered in this class.

Fluid mosaic model

The existence of the plasma membrane was identified in the 1890s, and its chemical components were identified in 1915. The principal components identified at that time were lipids and proteins. The first widely accepted model of the plasma membrane&rsquos structure was proposed in 1935 by Hugh Davson and James Danielli it was based on the &ldquorailroad track&rdquo appearance of the plasma membrane in early electron micrographs. They theorized that the structure of the plasma membrane resembles a sandwich, with protein being analogous to the bread, and lipids being analogous to the filling. In the 1950s, advances in microscopy, notably transmission electron microscopy (TEM), allowed researchers to see that the core of the plasma membrane consisted of a double, rather than a single, layer. A new model that better explains both the microscopic observations and the function of that plasma membrane was proposed by S.J. Singer and Garth L. Nicolson in 1972.

The explanation proposed by Singer and Nicolson is called the . The model has evolved somewhat over time, but it still best accounts for the structure and functions of the plasma membrane as we now understand them. The fluid mosaic model describes the structure of the plasma membrane as a mosaic of components&mdashincluding phospholipids, cholesterol, proteins, and carbohydrates&mdashthat gives the membrane a fluid character. Plasma membranes range from 5 to 10 nm in thickness. For comparison, human red blood cells, visible via light microscopy, are approximately 8 µm wide, or approximately 1,000 times wider than a plasma membrane.

Figur 2. The fluid mosaic model of the plasma membrane describes the plasma membrane as a fluid combination of phospholipids, cholesterol, and proteins. Carbohydrates attached to lipids (glycolipids) and to proteins (glycoproteins) extend from the outward-facing surface of the membrane.

The principal components of a plasma membrane are lipids (phospholipids and cholesterol), proteins, and carbohydrates. The proportions of proteins, lipids, and carbohydrates in the plasma membrane vary with organism and cell type, but for a typical human cell, proteins account for about 50 percent of the composition by mass, lipids (of all types) account for about 40 percent of the composition by mass, and carbohydrates account for the remaining 10 percent of the composition by mass. However, the concentration of proteins and lipids varies with different cell membranes. For example, myelin, an outgrowth of the membrane of specialized cells, insulates the axons of the peripheral nerves, contains only 18 percent protein and 76 percent lipid. The mitochondrial inner membrane contains 76 percent protein and only 24 percent lipid. The plasma membrane of human red blood cells is 30 percent lipid. Carbohydrates are present only on the exterior surface of the plasma membrane and are attached to proteins, forming , or to lipids, forming .

Phospholipide

are major constituents of the cell membrane, the outermost layer of cells. Like fats, they are composed of fatty acid chains attached to a polar head group. Specifically, there are two fatty acid tails and a phosphate group as the polar head group. The phospholipid is an molecule, meaning it has a hydrophobic part and a hydrophilic part. The fatty acid chains are hydrophobic and cannot interact with water, whereas the phosphate-containing head group is hydrophilic and interacts with water.

Make sure to note in Figure 3 that the phosphate group has an R group linked to one of the oxygen atoms. R is a variable commonly used in these types of diagrams to indicate that some other atom or molecule is bound at that position. That part of the molecule can be different in different phospholipids&mdashand will impart some different chemistry to the whole molecule. At the moment, however, you are responsible for being able to recognize this type of molecule (no matter what the R group is) because of the common core elements&mdashthe glycerol backbone, the phosphate group, and the two hydrocarbon tails.

Figur 3. A phospholipid is a molecule with two fatty acids and a modified phosphate group attached to a glycerol backbone. Das Phosphat kann durch Zugabe geladener oder polarer chemischer Gruppen modifiziert werden. Several chemical R groups may modify the phosphate. Choline, serine, and ethanolamine are shown here. These attach to the phosphate group at the position labeled R via their hydroxyl groups.
Namensnennung: Marc T. Facciotti (eigene Arbeit)

A phospholipid bilayer forms as the basic structure of the cell membrane. The fatty acid tails of phospholipids face inside, away from water, whereas the phosphate group faces outside, hydrogen bonding with water. Phospholipide sind für die dynamische Natur der Plasmamembran verantwortlich.

Figur 4. In the presence of water, some phospholipids will spontaneously arrange themselves into a micelle. The lipids will be arranged such that their polar groups will be on the outside of the micelle, and the nonpolar tails will be on the inside. A lipid bilayer can also form, a two layered sheet only a few nanometers thick. The lipid bilayer consists of two layers of phospholipids organized in a way that all the hydrophobic tails align side by side in the center of the bilayer and are surrounded by the hydrophilic head groups.
Source: Created by Erin Easlon (own work)

Hinweis: mögliche Diskussion

Above it says that if you were to take some pure phospholipids and drop them into water that some if it would spontaneously (on its own) form into micelles. This sounds a lot like something that could be described by an energy story. Go back to the energy story rubric and try to start creating an energy story for this process&mdashI expect that the steps involving the description of energy might be difficult at this point (we'll come back to that later) but you should be able to do at least the first three steps. You can constructively critique (politely) each other's work to create an optimized story.

Note that the phospholipid depicted above has an R group linked to the phosphate group. Recall that this designation is generic&mdashthese can be different than the R groups on amino acids. What might be a benefit/purpose of "functionalizing" or "decorating" different lipids with different R groups? Think of the functional requirements for membranes stipulated above.

Membrane proteins

Proteins make up the second major component of plasma membranes. are, as their name suggests, integrated completely into the membrane structure, and their hydrophobic membrane-spanning regions interact with the hydrophobic region of the the phospholipid bilayer. Single-pass integral membrane proteins usually have a hydrophobic transmembrane segment that consists of 20&ndash25 amino acids. Some span only part of the membrane&mdashassociating with a single layer&mdashwhile others stretch from one side of the membrane to the other, and are exposed on either side. This type of protein has a hydrophilic region or regions, and one or several mildly hydrophobic regions. This arrangement of regions of the protein tends to orient the protein alongside the phospholipids, with the hydrophobic region of the protein adjacent to the tails of the phospholipids and the hydrophilic region or regions of the protein protruding from the membrane and in contact with the cytosol or extracellular fluid.

are found on either the exterior or interior surfaces of membranes and weakly or temporarily associated with the membranes. They can interact with either integral membrane proteins or simply interact weakly with the phospholipids within the membrane.

Abbildung 5. Integral membranes proteins may have one or more &alpha -helices (pink cylinders) that span the membrane (examples 1 and 2), or they may have &Beta-sheets (blue rectangles) that span the membrane (example 3). (credit: &ldquoFoobar&rdquo/Wikimedia Commons)

Kohlenhydrate

Carbohydrates are the third major component of plasma membranes. They are always found on the exterior surface of cells and are bound either to proteins (forming glycoproteins) or to lipids (forming glycolipids). These carbohydrate chains may consist of 2&ndash60 monosaccharide units and can be either straight or branched. Along with peripheral proteins, carbohydrates form specialized sites on the cell surface that allow cells to recognize each other (one of the core functional requirements noted above in "cellular membranes").

Membrane fluidity

The mosaic characteristic of the membrane, described in the fluid mosaic model, helps to illustrate its nature. The integral proteins and lipids exist in the membrane as separate molecules and they "float" in the membrane, moving somewhat with respect to one another. The membrane is not like a balloon, however, in that can expand and contract dramatically rather, it is fairly rigid and can burst if penetrated or if a cell takes in too much water. However, because of its mosaic nature, a very fine needle can easily penetrate a plasma membrane without causing it to burst, and the membrane will flow and self-seal when the needle is extracted.

The mosaic characteristics of the membrane explain some but not all of its fluidity. There are two other factors that help maintain this fluid characteristic. One factor is the nature of the phospholipids themselves. In their saturated form, the fatty acids in phospholipid tails are saturated with hydrogen atoms. There are no double bonds between adjacent carbon atoms. Dies führt zu relativ geraden Schwänzen. By contrast, unsaturated fatty acids do not have a full complement of hydrogen atoms on their fatty acid tails, and therefore contain some double bonds between adjacent carbon atoms a double bond results in a bend in the string of carbons of approximately 30 degrees.

Abbildung 6. Any given cell membrane will be composed of a combination of saturated and unsaturated phospholipids. The ratio of the two will influence the permeability and fluidity of the membrane. A membrane composed of completely saturated lipids will be dense and less fluid, and a membrane composed of completely unsaturated lipids will be very loose and very fluid.

Organisms can be found living in extreme temperature conditions. Both in extreme cold or extreme heat. What types of differences would you expect to see in the lipid composition of organisms that live at these extremes?

Saturated fatty acids, with straight tails, are compressed by decreasing temperatures, and they will press in on each other, making a dense and fairly rigid membrane. When unsaturated fatty acids are compressed, the &ldquokinked&rdquo tails elbow adjacent phospholipid molecules away, maintaining some space between the phospholipid molecules. This &ldquoelbow room&rdquo helps to maintain fluidity in the membrane at temperatures at which membranes with high concentrations of saturated fatty acid tails would &ldquofreeze&rdquo or solidify. Die relative Fluidität der Membran ist in einer kalten Umgebung besonders wichtig. Viele Organismen (z. B. Fische) sind in der Lage, sich an kalte Umgebungen anzupassen, indem sie den Anteil an ungesättigten Fettsäuren in ihren Membranen als Reaktion auf die Temperatursenkung ändern.

Cholesterin

Animals have an additional membrane constituent that assists in maintaining fluidity. Cholesterol, which lies alongside the phospholipids in the membrane, tends to dampen the effects of temperature on the membrane. Thus, this lipid functions as a "fluidity buffer", preventing lower temperatures from inhibiting fluidity and preventing increased temperatures from increasing fluidity too much. Thus, cholesterol extends, in both directions, the range of temperature in which the membrane is appropriately fluid and consequently functional. Cholesterin erfüllt auch andere Funktionen, wie beispielsweise die Organisation von Clustern von Transmembranproteinen in Lipid-Rafts.

Abbildung 7. Cholesterol fits between the phospholipid groups within the membrane.

Review of the components of the membrane

Archaeal membranes

One major difference between archaea and either eukaryotes or bacteria is the lipid composition of the archaeal membranes. Unlike eukaryotes and bacteria, archaeal membranes are not made up of fatty acids attached to a glycerol backbone. Instead, the polar lipids consist of isoprenoid (molecules derived from the five carbon lipid isoprene) chains of 20&ndash40 carbons in length. These chains, which are usually saturated, are attached by bonds to the glycerol carbons at the 2 and 3 positions on the glycerol backbone, instead of the more familiar linkage found in bacteria and eukaryotes. The polar head groups differ based on the genus or species of the Archaea and consist of mixtures of glyco groups (mainly disaccharides), and/or phospho groups primarily of phosphoglycerol, phosphoserine, phosphoethanolamine or phosphoinositol. The inherent stability and unique features of archaeal lipids have made them a useful biomarker for archaea within environmental samples, though approaches based on genetic markers are now more commonly used.

A second difference between bacterial and archaeal membranes that is associated with etwas archaea is the presence of , as depicted below. Notice that the isoprenoid chain is attached to the glycerol backbones at both ends, forming a single molecule consisting of two polar head groups attached via two isoprenoid chains.

Abbildung 8. The exterior surface of the archaeal plasma membrane is not identical to the interior surface of the same membrane.

Abbildung 9. Comparisons of different types of archaeal lipids and bacterial/eukaryotic lipids