Information

Histon-Markierungsmechanismus

Histon-Markierungsmechanismus


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Ich bin etwas verwirrt über die Mechanismen, die dazu führen, dass Histonmodifikationen mit der Genexpression in Verbindung stehen.

Das heißt, es wird angenommen, dass H3K36me3 in aktiv transkribierten Genen vorhanden ist, H3K27me3 in reprimierten Regionen usw. Was ist der Mechanismus, der die Anwesenheit von H3K36me3 in aktiven Regionen usw. bewirkt? Ist es kausal oder nur ein Zusammenhang?


Zuerst müssen wir uns daran erinnern, was ein Nukleosom ist: ein DNA-Abschnitt, der mit Proteinen, den Histonen, gepackt ist. Dies ist der erste Schritt, um die DNA in eine kompaktere Struktur zu verwandeln. Die Vorteile einer extrem kompakten, aber flexiblen Struktur wie Chromosomen zu nennen, würde diese Antwort etwas länger machen (wenn Sie möchten, kann ich sie später hinzufügen), und um Ihre Frage schneller zu beantworten, sollten wir die Diskussion besser fortsetzen.
Epigenetik und Genexpression sind so schön, dass sie viele Mechanismen haben, um die Genexpression zu regulieren oder zu verändern, und Sie erwähnen einen, der durch reversible kovalente Modifikationen an Histonen erfolgt. Solche Modifikationen werden von spezifischen Proteinen ausgeführt, die in einigen Aminosäuren von Histonen Methylierung, Acetylierung, Phosphorilierung durchführen können.
Wenn eine Aminosäure eines Histons mit geladenen Gruppen (z. B. Methyl, Acetyl) verknüpft ist, ändert sich ihre Ladung und je nach resultierender Ladung (negativ oder positiv) kann sie die Affinität zwischen dem Histonschwanz und den benachbarten Nukleosomen verringern oder erhöhen , und machen daher das Nukleosom kompakter und weniger zugänglich bzw. weniger kompakt und zugänglicher.
Der Haupteffekt dieser kovalenten Modifikationen auf Histone besteht jedoch darin, dass die an die Aminosäuren angefügten Gruppen wie Marker wirken, die für Proteine, die an der Expression beteiligt sind (wie Transkriptionsfaktoren und RNA-Polymerase), anzeigen, dass einige Gene an- oder ausgeschaltet sind. Die Muster dieser Modifikationen (die die Genexpression unterdrücken oder stimulieren) sind noch nicht vollständig verstanden.
Ein Beispiel dafür, wie eine bestimmte Region ausgewählt wird, um für Expression oder Repression markiert zu werden:
Stellen Sie sich einen Organismus vor, der von seinen Eltern ein unterdrücktes Gen im Zusammenhang mit Fettleibigkeit erhalten hat und dieser Organismus ist faul, frisst viel, hat ein sitzendes Leben. Als Ergebnis all dieser Stimulation können die Proteine, die für die Veränderung der Histone des Adipositas-Gens verantwortlich sind, von anderen Proteinen aktiviert oder rekrutiert werden und kovalente Modifikationen vornehmen, so dass die Histone dieses Gens jetzt markiert sind ausgedrückt. Dieser Organismus kann das neue Zeichen an seine Kinder weitergeben und sie werden aufgrund des aktivierten Gens zu Fettleibigkeit neigen. (Dieses letzte Beispiel war ein Experiment der Epigenetik mit Ratten, das ich vor langer Zeit gesehen habe, daher kann ich mich nicht an die Referenz erinnern).
Und ob es zufällig ist oder nicht, die Regulierungsspuren in einer DNA-Sequenz können nicht zufällig sein. Für jede ein oder zwei Modifikationen von Histonen gibt es ein Enzym, das nur dann seine Funktion erfüllt, wenn ein Ereignis bereits ausgelöst wird oder wenn es während des Zelllebens ausgelöst wird, abhängig von der Umgebung, der die Zelle ausgesetzt ist. Millionen von Zellen desselben Gewebes, die die gleiche Funktion haben, würden also nicht zufällig das gleiche Expressionsmuster für die Hauptgene haben, die mit dieser Funktion in Verbindung stehen. Daher ist die Regulation der Genexpression sehr verfeinert und Histonmarkierungen sind einer der vielen Mechanismen, die zusammen bestimmen, ob ein Gen unterdrückt oder exprimiert wird.


Epigenetische Vererbung: Histone-Lesezeichen über Generationen hinweg

Mehrere Schaltkreise stellen sicher, dass Zellen innerhalb definierter Zellprogramme korrekt auf die Umweltsignale reagieren. Es gibt zunehmend Hinweise darauf, dass das zelluläre Gedächtnis für diese Anpassungsprozesse durch Zellteilungen und Generationen weitergegeben werden kann. Die Mechanismen, durch die diese epigenetischen Informationen übertragen werden, bleiben jedoch größtenteils schwer fassbar, da es erfordert, dass ein solches Gedächtnis während der DNA-Replikation, Mitose, Meiose und entwicklungsbedingten Neuprogrammierung große Chromatin-Remodellierungsereignisse überdauert. Die Aufklärung der Prozesse, durch die epigenetische Informationen überleben und weitergegeben werden, ist eine zentrale Herausforderung in der Biologie. Hier betrachten wir die jüngsten Fortschritte beim Verständnis der Mechanismen der epigenetischen Vererbung mit einem Schwerpunkt auf der Histon-Segregation an der Replikationsgabel und darauf, wie ein epigenetisches Gedächtnis durch die väterliche Linie weitergegeben werden kann.


Einführung

Die DNA von Eukaryonten ist in einer sehr kompakten Struktur, dem Chromatin, organisiert, das aus Desoxyribonukleinsäuren und Proteinen besteht. Die DNA-Doppelhelix ist um Nukleosomen gewunden, die aus Histon-Oktameren bestehen, darunter jeweils zwei Untereinheiten der Histone H2A, H2B, H3 und H4. Eine Vielzahl von Proteinen ist an der Aufrechterhaltung und Regulierung der Chromatinstruktur während der DNA-Replikation, Transkription, Reparatur usw. beteiligt. DNA-Methylierung, Nukleosomenpositionierung und reversible posttranslationale Modifikationen von Histonproteinen bestimmen die räumliche Organisation und Zugänglichkeit der DNA im Chromatin in eukaryotischen Zellen. Die posttranslationalen Modifikationen von Histonen, auch als Histonmarkierungen bekannt, umfassen Methylierung, Acetylierung, Phosphorylierung und andere kovalente chemische Einheiten, die (reversibel) an verschiedene Aminosäurereste in den Histonproteinen konjugiert sind. Diese ortsspezifischen und koexistierenden Modifikationen mehrerer Aminosäurereste erzeugen komplexe kombinatorische Muster, die eine funktionelle Rolle bei der Modulation der Chromatinstruktur und bei der Rekrutierung spezifischer Protein-Cofaktoren an verschiedene Domänen im Chromatin spielen können, wodurch ein hochdynamisches regulatorisches Netzwerk entsteht [1]. Heterochromatin bezeichnet den hochkondensierten inaktiven Zustand von Chromatin, in dem Gene aufgrund der Unzugänglichkeit der DNA für die Transkriptionsmaschinerie unterdrückt werden. Eine abnormale Funktion des heterochromatischen Zustands wurde mit mehreren Krankheiten in Verbindung gebracht [2]–[4].

In der vorliegenden Arbeit behandeln wir einige grundlegende Fragen der Chromatinbiologie und der Histonstruktur/Funktionsbeziehungen: (a) Sind Histonmodifikationen in Domänen entlang des Chromatins organisiert? (b) Welches Minimalmodell kann die Bildung von Heterochromatindomänen simulieren, das mit experimentellen Ergebnissen übereinstimmt? (c) Welche verschiedenen Mechanismen führen zu Veränderungen der Histon-Modifikationslandschaft und welche sind in der Lage, Gene als Reaktion auf äußere Reize ein- und auszuschalten?

Mehrere rechnerische und/oder mathematische Ansätze simulieren einen bistabilen Zustand von Histonmodifikationen, beispielsweise das Umschalten zwischen einem durch H3K9-Methylierung dominierten Zustand und einem durch H3K9-Acetylierungen dominierten Zustand [5]–[8]. Diese Studien konzentrierten sich auf eine allgemeine Stabilitätsanalyse und das Gedächtnis eines solchen Systems, wodurch ein ultrasensibles Schaltverhalten aufgedeckt wurde. Es gab jedoch keinen direkten Vergleich dieser Ergebnisse mit experimentell gemessenen Chromatinkonfigurationen. In einem anderen Ansatz wurde die Bildung mehrfach modifizierter Histone durch stochastische nichtlineare Gleichungen beschrieben [9]. Die Analyse berücksichtigte keine spezifischen Modifikationen, da das Modell nur die Anzahl der Modifikationen an einem Histon zählte, ohne ihren Typ anzugeben. Ein epigenetischer Schalter wurde in Lit. modelliert. [10], in dem die Autoren Schalt- und Gedächtniseffekte des Blütenrepressors von . untersuchten Arabidopsis mit einem einfachen mathematischen Modell, das Nukleation und Ausbreitung der schalldämpfenden H3K27me3-Marke implementiert. Die Daten wurden erfolgreich mit ChIP-Daten verglichen. Darüber hinaus zeigten Simulationen der Heterochromatin-Domäne um den Oct4-Locus in Maus-ES-Zellen und -Fibroblasten, dass diese Domäne und die meisten euchromatischen H3K9me3-Domänen durch ein Modell auf der Grundlage der Ausbreitung der Markierungen ohne Berücksichtigung spezifischer Grenz- oder Isolatorelemente gut beschrieben wurden [11 ].

Wir gehen weiter und simulieren die Bildung von Heterochromatin über ganze menschliche Chromosomen. Das Computermodell implementiert die grundlegenden Prozesse der Keimbildung, Ausbreitung und Konkurrenz von Histonmarkierungen durch stochastische Raten. Wir testen, ob ein so einfaches Modell stabile Domänen konkurrierender Histonmodifikationen erzeugen kann. Anschließend vergleichen wir die Ergebnisse mit experimentellen Messungen und untersuchen das Gesamtverhalten des Modells.

Im Folgenden präsentieren wir biologische Beweise für die in unserem Rechenmodell implementierten Regeln.

Nukleation

Nicht-Protein-kodierende DNA-Sequenzen scheinen eine entscheidende Rolle bei der durch die Histonmodifikation vermittelten Domänenbildung zu spielen. Die RNA-Interferenzmaschinerie zeigt Aktivität bei dh-dg-Wiederholungen in Hefe-DNA [12] [13], was durch einen selbst-amplifizierenden Feed-Forward-Regulationsmechanismus zur Heterochromatinbildung führt [14] [15]. Bei höheren Eukaryoten bleiben Details zur Initialisierung von Heterochromatin unklar, jedoch wurden starke Korrelationen zwischen Heterochromatin und diversen Satelliten-Repeats und transponierbaren Elementen beobachtet [16], [17], wie beispielsweise bei SINE-Alu-Elementen beim Menschen [18]. Wir werden diese initiierenden Sequenzen von nun an als Heterochromatin . bezeichnen Keimbildungsstellen [19]. Innerhalb dieses Szenarios enthalten diese Sequenzen regulatorische Informationen über die Gentranskription, die fein abgestimmt werden können, um die Entwicklung verschiedener Zelltypen zu ermöglichen [20], [21]. Wir werden zeigen, wie diese Informationen verwendet werden können, um verschiedene heterochromatische Zustände zu erzeugen.

Das Vorhandensein von genomischen CpG-Inseln korreliert stark mit der Transkriptionsaktivität und macht CpG-Inseln zu Kandidaten für Nukleationsstellen für transkriptional aktivierende Histonmarkierungen. CpG-Inseln weisen eine hohe Menge an demethylierter DNA, eine Anreicherung von H3K4me2/3-, H3K9ac- und H3K14ac-Markierungen auf [22]–[24]. An den zugrunde liegenden Mechanismen ist das Protein Cfp1 beteiligt, das mit unmethylierten CpG-Inseln assoziiert in vivo und rekrutiert H3K4-Methyltransferasen zu nahegelegenen Histonen [25]. SINEAlu-Elemente und CpG scheinen experimentell gut charakterisierte Nukleationsstellen zu sein. Andere Arten von Nukleationsstellen wurden im Modell vernachlässigt.

Entsprechend dieser Beziehungen zwischen DNA-Sequenz und Chromatinzustand treten in spezifischen Genregionen sowohl repressive als auch aktivierende Histonmarkierungen auf und werden durch ihre jeweiligen Nukleationsstellen initiiert. Unterschiedliche Zelltypen weisen jedoch unterschiedliche Transkriptomprofile auf, die sich in unterschiedlichen Histonmodifikationen widerspiegeln [26]. Innerhalb des Chromatins ist ein effektiver Regulationsmechanismus erforderlich, um die Transkriptionsaktivität großer Genomregionen umzuschalten und um unterschiedliche Transkriptionsmuster zu bilden. Man könnte argumentieren, dass das Vorhandensein vordefinierter fixierter Nukleationsstellen zur Initiierung von Histonmarkierungen innerhalb des Genoms mit dem Vorhandensein unterschiedlicher Transkriptionszustände unvereinbar ist. Wir zeigen, dass vordefinierte Nukleationsstellen und Histonmodifikationen tatsächlich Funktionen bieten, die ein dynamisches Schaltverhalten von Genen und Genomregionen ermöglichen.

Vermehrung

Chromosomen weisen durch Histonmodifikationen vermittelte Regionen auf, die sich über beträchtliche Bereiche entlang des DNA-Strangs ausdehnen. Heterochromatindomänen repräsentieren einen Typ dieser Regionen. Verstärkungsmechanismen führen zur Bildung von Heterochromatin Domänen angereichert mit H3K9me2- und H3K9me3-Marken [27]. Die Di- und Trimethylierung von Lysin 9 an Histon H3 durch die Methyltransferasen G9a und Suv39h1 spiegeln den unterdrückten Zustand von Heterochromatin wider [28]–[30] der von mehreren Proteinen durch eine positive Rückkopplungsschleife aufrechterhalten wird [31] [32]. Heterochromatin-Protein-1 (HP1) erkennt die H3K9-Methylierung [33]–[35] und interagiert mit Suv39h1 [36] [37], das von benachbarten H3K9me2-Stellen [35] rekrutiert wird und stabilisiert dadurch den Heterochromatin-Zustand. HP1 rekrutiert auch die DNA-Methyltransferasen DNMT1, die selbst mit G9a assoziiert sind. G9a setzt die Marke H3K9me2 [38], [39]. HP1 etabliert die räumlich dichte Chromatinstruktur und rekrutiert Histon-Deacetylasen und DNA-Methyltransferasen, um diesen Zustand zu verstärken [40] [41]. Diese Schleife wird weiter stimuliert, da HP1 mit sich selbst assoziiert [42], was zur Vermehrung von H3K9me2 und H3K9me3 führt.

Transkriptionell aktive Regionen enthalten neben H3K4me3 auch die anderen Methylierungszustände H3K4me2 und H3K4me1. Es wurde festgestellt, dass das USF-Protein an spezifische DNA-Sequenzen bindet und H3K4-Methylierung und Histon-Acetylierung vermittelt [43], die beide mit der Genaktivierung zusammenhängen. Es besteht eine starke Korrelation zwischen H3K4-Methylierungen und z.B. die Acetylierungsmarken H3K14ac, H3K18ac [44], [45]. Im Allgemeinen scheint die lokale Rekrutierung von Histon-Acetyltransferasen-Aktivitäten der Verbreitung von Heterochromatin entgegenzuwirken [46]–[48]. Diese ganze Maschinerie legt einen Fortpflanzungsmechanismus für die Euchromatinbildung nahe.

Wettbewerb

Wie werden die effizienten molekularen Prozesse zur Vermehrung von Heterochromatin-Domänen daran gehindert, einen Zustand zu erreichen, in dem Heterochromatin die Chromosomen vollständig besetzt? Eine totale Besetzung würde zu einer vollständigen Stilllegung der Gentranskription führen. Grenzelemente, auch Isolatoren genannt, werden als genetische Regionen definiert, in denen die Ausbreitung von Histonmarkierungen blockiert wird. In einem DNA-Strang mit nur Nächsten-Nachbar-Wechselwirkungen muss die Grenze dauerhaft beide Enden der zu schützenden Domäne flankieren, um sie vor dem Stummschalten zu schützen [49].

Passive Isolatoren, die die Einstellung einer H3K9-Methylierung oder HP1-Assoziation verhindern, ohne aktiv histonmodifizierende Enzyme zu rekrutieren, sind nicht in der Lage, die Heterochromatin-Vermehrung zu stoppen [50]. Die kondensierte dreidimensionale Konformation des DNA-Strangs ermöglicht die Ausbreitung von Heterochromatin-Markierungen zwischen co-lokalisierten, nicht benachbarten Nukleosomen, was zur Ausbreitung in die zu isolierende Region führt. Außerdem wären passive Isolatoren erforderlich, um eine statische und stabile Barriere zu bilden. Andernfalls könnten sich Heterochromatindomänen zeitlich in die Region ausbreiten. Daher kann eine wirksame Isolierung nur funktionieren, wenn der Isolator aktiv behält eine Region von Histonmarkierungen bei, die der Einstellung der Heterochromatin-bildenden Bestandteile auf der gesamten Region entgegenwirken.

Wanget al. [51] präsentieren ein Modell, das sowohl feste Grenzen mit einem spezifischen aktiv rekrutierenden Grenzelement als auch breitere, bei denen euchromatinbedingte Histonmodifikationen allmählich in solche des repressiven Zustands übergehen, erklärt. Wir werden in unseren Simulationen zeigen, dass beide Szenarien möglich sind, hauptsächlich in Abhängigkeit von der Verteilung der Nukleationsstellen.

Histon-Markierungen, die mit der Genaktivierung in Verbindung stehen, scheinen auch Hauptakteure bei der Kontrolle der Heterochromatin-Bildung zu sein. Mit H3- und H4-Acetylierungsmarkierungen sowie der H3K4-Methylierungsmarkierung dekorierte Domänen verhindern die Ausbreitung von Heterochromatin über die gesamten Chromosomen [46] [52]. H3K4me3 konkurriert direkt mit dem Heterochromatin-Zustand, da es die Methylierung von H3K9 durch Suv39h1 hemmt [53] [54]. Ebenso hemmt H3K9ac Histondeacetylasen und unterbricht die Interaktion zwischen HP1 und Chromatin [55].

Nachdem die Prozesse Propagation, Nukleation und Konkurrenz als Hauptakteure bei der Bildung von Histondomänen identifiziert wurden, ist es möglich, ein theoretisches Modell für die Verteilung von aktiven und inaktiven Chromatindomänen zu konstruieren, indem angenommen wird, dass die konkurrierenden Histondomänen von ihren jeweiligen Nukleationsstellen initiiert werden. Wir werden diese Annahme mit einem Rechenmodell testen, das die zugrunde liegenden Grundregeln implementiert.


Die Entdeckung der Histon-Lys-Crotonylierung

Als das Histon Kcr zum ersten Mal identifiziert wurde, erwies es sich als evolutionär konserviert von der Hefe zum Menschen, das in allen Kernhistonen (H2A, H2B, H3 und H4) sowie im Linker-Histon H1 und markierten aktiven Promotoren und potenziellen Enhancern ( Tanet al., 2011). Ähnlich wie Kac kommt Kcr auch an der ε-Aminogruppe der Lysin-Seitenkette vor, wo es die positive Ladung dieses Rests neutralisiert. Der Verlust an positiver Ladung an Histon-Lys-Resten schwächt die DNA-Interaktion, wodurch Chromatin weniger kompakt und für DNA-bindende Faktoren zugänglich wird. Zur Unterstützung eines Potenzials cis-Funktion von Kcr auf die Chromatinstruktur, H3K122cr-H4 enthaltende Tetrasomen, die thermischen Stabilitätstests unterzogen wurden, erwies sich im Vergleich zu unmodifizierten H3-H4-Tetrasomen als weniger stabil (Suzuki et al., 2016). In Übereinstimmung damit wurde vorgeschlagen, dass die Fähigkeit von Kcr, die Nukleosomenstruktur zu destabilisieren, Teil eines kompensatorischen Mechanismus während des Übergangs von Chromatin zu Nukleoprotamin ist, einem wesentlichen Prozess während der Spermatogenese, wie im Abschnitt Spermatogenese unten diskutiert (Montellier et al., 2013). . Montellier et al. (2013) zeigten, dass der Einbau einer Histon-H2B-Variante, TH2B, für die endgültige Umwandlung dissoziierender Nukleosomen in Protamin-gepackte Strukturen essentiell ist. In Abwesenheit von TH2B kompensieren die Zellen, indem sie H2B hochregulieren und Nukleosomeninstabilität programmieren, um die von Wildtypzellen durch gezielte Histonmodifikationen, einschließlich der Crotonylierung von H3K122 und H4K77, zu erreichen. Dadurch kann wiederum der Histonersatz stattfinden. Darüber hinaus können modifizierte Histon-Lysin-Reste trans-Effekte durch Rekrutierung von Effektorproteinen vermitteln, die spezifische Reader-Module enthalten. Dies ist besonders wichtig für das Histon Kcr, bei dem die Crotonylgruppe eine Kette mit vier Kohlenstoffatomen ist, die eine C𠄼 π-Bindung enthält, die zu einer starren planaren Konformation führt, die unter den Histon-Acylierungen einzigartig ist. Die verlängerte Kohlenwasserstoffkette der Crotonylgruppe erhöht die Hydrophobie und den Volumen des Lys-Rests im Vergleich zur Acetylierung (Sabari et al., 2017). Diese Unterschiede in den biophysikalischen Eigenschaften der Crotonylgruppe stellen einen wichtigen Mechanismus der Spezifität für die Leserinteraktion bereit, wie unten ausführlich beschrieben wird.


Die Entdeckung der Histon-Lys-Crotonylierung

Als das Histon Kcr zum ersten Mal identifiziert wurde, erwies es sich als evolutionär konserviert von der Hefe zum Menschen, das in allen Kernhistonen (H2A, H2B, H3 und H4) sowie im Linker-Histon H1 und markierten aktiven Promotoren und potenziellen Enhancern ( Tanet al., 2011). Ähnlich wie Kac kommt Kcr auch an der ε-Aminogruppe der Lysinseitenkette vor, wo es die positive Ladung dieses Rests neutralisiert. Der Verlust an positiver Ladung an Histon-Lys-Resten schwächt die DNA-Interaktion, wodurch Chromatin weniger kompakt und für DNA-bindende Faktoren zugänglich wird. Zur Unterstützung eines Potenzials cis-Funktion von Kcr auf die Chromatinstruktur, H3K122cr-H4 enthaltende Tetrasomen, die thermischen Stabilitätstests unterzogen wurden, erwies sich im Vergleich zu unmodifizierten H3-H4-Tetrasomen als weniger stabil (Suzuki et al., 2016). In Übereinstimmung damit wurde vorgeschlagen, dass die Fähigkeit von Kcr, die Nukleosomenstruktur zu destabilisieren, Teil eines kompensatorischen Mechanismus während des Übergangs von Chromatin zu Nukleoprotamin ist, einem wesentlichen Prozess während der Spermatogenese, wie im Abschnitt Spermatogenese unten diskutiert (Montellier et al., 2013). . Montellier et al. (2013) zeigten, dass der Einbau einer Histon-H2B-Variante, TH2B, für die endgültige Umwandlung dissoziierender Nukleosomen in Protamin-gepackte Strukturen essentiell ist. In Abwesenheit von TH2B kompensieren die Zellen, indem sie H2B hochregulieren und Nukleosomeninstabilität programmieren, um die von Wildtypzellen durch gezielte Histonmodifikationen, einschließlich der Crotonylierung von H3K122 und H4K77, zu erreichen. Dadurch kann wiederum der Histonersatz stattfinden. Darüber hinaus können modifizierte Histon-Lysin-Reste trans-Effekte durch Rekrutierung von Effektorproteinen vermitteln, die spezifische Reader-Module enthalten. Dies ist besonders wichtig für das Histon Kcr, bei dem die Crotonylgruppe eine Vier-Kohlenstoff-Kette mit einer C𠄼 π-Bindung ist, die zu einer starren planaren Konformation führt, die unter den Histon-Acylierungen einzigartig ist. Die verlängerte Kohlenwasserstoffkette der Crotonylgruppe erhöht die Hydrophobie und den Volumen des Lys-Rests im Vergleich zur Acetylierung (Sabari et al., 2017). Diese Unterschiede in den biophysikalischen Eigenschaften der Crotonylgruppe stellen einen wichtigen Mechanismus der Spezifität für die Leserinteraktion bereit, wie unten ausführlich beschrieben wird.


Inhalt

Es gibt fünf Hauptfamilien von Histone: H1/H5, H2A, H2B, H3 und H4. [2] [4] [5] [6] Die Histone H2A, H2B, H3 und H4 werden als Kernhistone bezeichnet, während die Histone H1/H5 als Linkerhistone bekannt sind.

Die Kernhistone liegen alle als Dimere vor, die insofern ähnlich sind, als sie alle die Histonfaltungsdomäne besitzen: drei Alpha-Helices, die durch zwei Schleifen verbunden sind. Es ist diese helikale Struktur, die die Interaktion zwischen verschiedenen Dimeren ermöglicht, insbesondere in einer Kopf-Schwanz-Form (auch als Handshake-Motiv bezeichnet). [7] Die resultierenden vier verschiedenen Dimere kommen dann zusammen, um einen octameren Nukleosomkern mit einem Durchmesser von ungefähr 63 Angström zu bilden (ein Solenoid (DNA)-ähnliches Partikel). Ungefähr 146 Basenpaare (bp) DNA umwickeln dieses Kernteilchen 1,65-mal in einer linkshändigen superhelikalen Windung, um ein Teilchen mit einem Durchmesser von etwa 100 Angström zu ergeben. [8] Der Linker Histon H1 bindet das Nukleosom an den Eintritts- und Austrittsstellen der DNA und fixiert so die DNA [9] und ermöglicht die Bildung einer Struktur höherer Ordnung. Die grundlegendste solche Formation ist die 10 nm Faser oder Perlen auf einer Schnurkonformation. Dies beinhaltet das Wickeln von DNA um Nukleosomen, wobei ungefähr 50 Basenpaare DNA jedes Nukleosomenpaar trennen (auch als Linker-DNA bezeichnet). Zu den Strukturen höherer Ordnung gehören die 30-nm-Faser (die einen unregelmäßigen Zickzack bildet) und die 100-nm-Faser, die in normalen Zellen vorkommen. Während der Mitose und Meiose werden die kondensierten Chromosomen durch Interaktionen zwischen Nukleosomen und anderen regulatorischen Proteinen zusammengesetzt.

Histone werden unterteilt in kanonische replikationsabhängige Histone, die während der S-Phase des Zellzyklus exprimiert werden, und replikationsunabhängige Histonvarianten, die während des gesamten Zellzyklus exprimiert werden. Bei Tieren sind Gene, die kanonische Histone kodieren, typischerweise entlang des Chromosoms geclustert, es fehlen Introns und sie verwenden eine Stammschleifenstruktur am 3'-Ende anstelle eines PolyA-Schwanzes. Gene, die Histonvarianten kodieren, sind normalerweise nicht geclustert, haben Introns und ihre mRNAs werden mit polyA-Schwänzen reguliert. Komplexe vielzellige Organismen haben typischerweise eine höhere Anzahl von Histonvarianten, die eine Vielzahl unterschiedlicher Funktionen bieten. Aktuelle Daten über die Rolle verschiedener Histonvarianten häufen sich an, was die funktionellen Verbindungen zwischen Varianten und die heikle Regulation der Organismusentwicklung hervorhebt. [10] Histone-Varianten verschiedener Organismen, ihre Klassifikation und variantenspezifische Merkmale sind in der Datenbank "HistoneDB 2.0 - Varianten" zu finden.

Das Folgende ist eine Liste der menschlichen Histonproteine:

Super Familie Familie Unterfamilie Mitglieder
Linker H1 H1F H1F0, H1FNT, H1FOO, H1FX
H1H1 HIST1H1A, HIST1H1B, HIST1H1C, HIST1H1D, HIST1H1E, HIST1H1T
Kern H2A H2AF H2AFB1, H2AFB2, H2AFB3, H2AFJ, H2AFV, H2AFX, H2AFY, H2AFY2, H2AFZ
H2A1 HIST1H2AA, HIST1H2AB, HIST1H2AC, HIST1H2AD, HIST1H2AE, HIST1H2AG, HIST1H2AI, HIST1H2AJ, HIST1H2AK, HIST1H2AL, HIST1H2AM
H2A2 HIST2H2AA3, HIST2H2AC
H2B H2BF H2BFM, H2BFS, H2BFWT
H2B1 HIST1H2BA, HIST1H2BB, HIST1H2BC, HIST1H2BD, HIST1H2BE, HIST1H2BF, HIST1H2BG, HIST1H2BH, HIST1H2BI, HIST1H2BJ, HIST1H2BK, HIST1H2BL, HIST1H2BN . HIST1HIST2BO, HIST1HIST2
H2B2 HIST2H2BE
H3 H3A1 HIST1H3A, HIST1H3B, HIST1H3C, HIST1H3D, HIST1H3E, HIST1H3F, HIST1H3G, HIST1H3H, HIST1H3I, HIST1H3J
H3A2 HIST2H3C
H3A3 HIST3H3
H4 H41 HIST1H4A, HIST1H4B, HIST1H4C, HIST1H4D, HIST1H4E, HIST1H4F, HIST1H4G, HIST1H4H, HIST1H4I, HIST1H4J, HIST1H4K, HIST1H4L
H44 HIST4H4

Der Nukleosomkern besteht aus zwei H2A-H2B-Dimeren und einem H3-H4-Tetramer, die durch Tertiärstruktur zwei nahezu symmetrische Hälften bilden (C2-Symmetrie eines Makromoleküls ist das Spiegelbild des anderen). [8] Die H2A-H2B-Dimere und das H3-H4-Tetramer zeigen ebenfalls Pseudodyadensymmetrie. Die 4 „Kern“-Histone (H2A, H2B, H3 und H4) sind in ihrer Struktur relativ ähnlich und durch die Evolution hochkonserviert, alle mit einem „Helix-Turn-Helix-Turn-Helix“-Motiv (DNA-bindendes Proteinmotiv, das eine bestimmte DNA-Sequenz erkennt) . Sie teilen auch das Merkmal langer "Schwänze" an einem Ende der Aminosäurestruktur - dies ist der Ort der posttranslationalen Modifikation (siehe unten). [11]

Archaeales Histon enthält nur eine H3-H4-ähnliche dimere Struktur, die aus demselben Protein besteht. Solche dimeren Strukturen können sich zu einer hohen Superhelix ("Hypernukleosom") stapeln, auf die sich DNA ähnlich wie Nukleosomenspulen windet. [12] Nur einige archaeale Histone haben Schwänze. [13]

Der Abstand zwischen den Spulen, um die eukaryotische Zellen ihre DNA wickeln, wurde mit 59 bis 70 Å bestimmt. [14]

Insgesamt gehen Histone fünf Arten von Interaktionen mit der DNA ein:

    und Wasserstoffbrücken zwischen Seitenketten basischer Aminosäuren (insbesondere Lysin und Arginin) und Phosphatsauerstoff auf der DNA
  • Helix-Dipole bilden Alpha-Helixe in H2B, H3 und H4 und bewirken, dass sich eine positive Nettoladung an der Wechselwirkungsstelle mit negativ geladenen Phosphatgruppen auf der DNA zwischen dem DNA-Rückgrat und der Amidgruppe auf der Hauptkette der Histonproteine ​​ansammelt
  • Unpolare Wechselwirkungen zwischen den Histon- und Desoxyribose-Zuckern auf der DNA
  • Unspezifische Insertion der kleinen Furchen der H3- und H2B-N-terminalen Schwänze in jeweils zwei kleine Furchen des DNA-Moleküls

Die stark basische Natur der Histone trägt neben der Erleichterung der DNA-Histon-Wechselwirkungen zu ihrer Wasserlöslichkeit bei.

Histone unterliegen einer posttranslationalen Modifikation durch Enzyme hauptsächlich an ihren N-terminalen Schwänzen, aber auch in ihren globulären Domänen. [15] [16] Solche Modifikationen umfassen Methylierung, Citrullinierung, Acetylierung, Phosphorylierung, SUMOylierung, Ubiquitinierung und ADP-Ribosylierung. Dies beeinflusst ihre Funktion der Genregulation.

Im Allgemeinen haben aktive Gene weniger Histon gebunden, während inaktive Gene während der Interphase stark mit Histonen assoziiert sind. [17] Es scheint auch, dass die Struktur der Histone evolutionär konserviert wurde, da alle schädlichen Mutationen ernsthaft fehlangepasst wären. Alle Histone haben einen stark positiv geladenen N-Terminus mit vielen Lysin- und Argininresten.

Kernhistone werden in den Kernen eukaryontischer Zellen und in den meisten Stämmen der Archaeen gefunden, jedoch nicht in Bakterien. [13] Die Linkerhistone haben jedoch Homologe in Bakterien. [18] Die einzelligen Algen, die als Dinoflagellaten bekannt sind, galten früher als die einzigen Eukaryoten, denen Histone völlig fehlen. [19] Spätere Studien zeigten jedoch, dass ihre DNA immer noch für Histon-Gene kodiert. [20] Im Gegensatz zu den Kernhistonen kommen lysinreiche Linker-Histon-(H1)-Proteine ​​in Bakterien vor, die auch als Nukleoprotein HC1/HC2 bekannt sind. [18]

Es wurde vorgeschlagen, dass Histonproteine ​​evolutionär mit dem helikalen Teil der erweiterten AAA+ ATPase-Domäne, der C-Domäne, und der N-terminalen Substraterkennungsdomäne von Clp/Hsp100-Proteinen verwandt sind. Trotz der Unterschiede in ihrer Topologie teilen diese drei Faltungen ein homologes Helix-Strang-Helix (HSH)-Motiv. [11]

Archaeenhistone können den evolutionären Vorläufern eukaryotischer Histone durchaus ähneln. [13] Darüber hinaus könnten sich die Nukleosom-(Kern-)Histone aus ribosomalen Proteinen (RPS6/RPS15) entwickelt haben, mit denen sie viele Gemeinsamkeiten haben, sowohl kurze als auch basische Proteine. [21] Histonproteine ​​gehören zu den am höchsten konservierten Proteinen in Eukaryoten, was ihre wichtige Rolle in der Biologie des Zellkerns unterstreicht. [2] : 939 Im Gegensatz dazu verwenden reife Spermien hauptsächlich Protamine, um ihre genomische DNA zu verpacken, wahrscheinlich weil sie dadurch ein noch höheres Verpackungsverhältnis erreichen können. [22]

Dort sind einige Variante Formen in einigen der Hauptklassen. Sie teilen eine Aminosäuresequenzhomologie und eine Kernstrukturähnlichkeit mit einer spezifischen Klasse von Haupthistonen, haben aber auch ihr eigenes Merkmal, das sich von den Haupthistonen unterscheidet. Diese kleine Histone erfüllen in der Regel spezifische Funktionen des Chromatinstoffwechsels. Histon H3-ähnliches CENPA ist beispielsweise nur mit der Zentromerregion des Chromosoms assoziiert. Die Histon H2A-Variante H2A.Z ist mit den Promotoren aktiv transkribierter Gene assoziiert und auch an der Verhinderung der Ausbreitung von stillem Heterochromatin beteiligt. [23] Darüber hinaus spielt H2A.Z im Chromatin eine Rolle für die Genomstabilität. [24] Eine weitere H2A-Variante H2A.X ist an S139 in Regionen um Doppelstrangbrüche phosphoryliert und markiert die Region, die einer DNA-Reparatur unterzogen wird. [25] Histon H3.3 ist mit dem Körper der aktiv transkribierten Gene assoziiert. [26]

Verdichtung von DNA-Strängen Bearbeiten

Histone fungieren als Spulen, um die sich die DNA windet. Dies ermöglicht die notwendige Verdichtung, um die großen Genome von Eukaryoten in Zellkerne einzupassen: Das verdichtete Molekül ist 40.000 Mal kürzer als ein unverpacktes Molekül.

Chromatin-Regulierung Bearbeiten

Histone unterliegen posttranslationalen Modifikationen, die ihre Wechselwirkung mit DNA und Kernproteinen verändern. Die Histone H3 und H4 haben lange Schwänze, die aus dem Nukleosom herausragen, die an mehreren Stellen kovalent modifiziert werden können. Modifikationen des Schwanzes umfassen Methylierung, Acetylierung, Phosphorylierung, Ubiquitinierung, SUMOylierung, Citrullierung und ADP-Ribosylierung. Auch der Kern der Histone H2A und H2B kann modifiziert werden. Es wird angenommen, dass Kombinationen von Modifikationen einen Code bilden, den sogenannten "Histoncode". [27] [28] Histonmodifikationen wirken in diversen biologischen Prozessen wie Genregulation, DNA-Reparatur, Chromosomenkondensation (Mitose) und Spermatogenese (Meiose). [29]

Die allgemeine Nomenklatur von Histonmodifikationen ist:

  • Der Name des Histons (z. B. H3)
  • Die aus einem Buchstaben bestehende Aminosäureabkürzung (z. B. K für Lysin) und die Aminosäureposition im Protein
  • Die Art der Modifikation (Me: Methyl, P: Phosphat, Ac: Acetyl, Ub: Ubiquitin)
  • Die Anzahl der Modifikationen (nur Me kommt in mehr als einer Kopie pro Rest vor. 1, 2 oder 3 ist Mono-, Di- oder Trimethylierung)

H3K4me1 bezeichnet also die Monomethylierung des 4. Rests (ein Lysin) von Anfang an (d. h. dem N-Terminus) des H3-Proteins.

Beispiele für Histonmodifikationen in der Transkriptionsregulation
Art der
Änderung
Histon
H3K4 H3K9 H3K14 H3K27 H3K79 H3K36 H4K20 H2BK5 H2BK20
Monomethylierung Aktivierung [30] Aktivierung [31] Aktivierung [31] Aktivierung [31] [32] Aktivierung [31] Aktivierung [31]
Dimethylierung Unterdrückung [33] Unterdrückung [33] Aktivierung [32]
Trimethylierung Aktivierung [34] Unterdrückung [31] Unterdrückung [31] Aktivierung, [32]
Unterdrückung [31]
Aktivierung Unterdrückung [33]
Acetylierung Aktivierung [35] Aktivierung [34] Aktivierung [34] Aktivierung [36] Aktivierung

Ein riesiger Katalog von Histonmodifikationen wurde beschrieben, aber ein funktionelles Verständnis der meisten fehlt noch. Zusammenfassend wird angenommen, dass Histonmodifikationen einem Histoncode zugrunde liegen können, wobei Kombinationen von Histonmodifikationen spezifische Bedeutungen haben. Die meisten funktionellen Daten betreffen jedoch einzelne prominente Histonmodifikationen, die einer detaillierten Untersuchung biochemisch zugänglich sind.

Chemie Bearbeiten

Lysin-Methylierung Bearbeiten

Die Addition von einer, zwei oder vielen Methylgruppen an Lysin hat wenig Einfluss auf die Chemie der Histon-Methylierung, lässt die Ladung des Lysins intakt und fügt eine minimale Anzahl von Atomen hinzu, sodass sterische Wechselwirkungen weitgehend unbeeinflusst bleiben. Proteine, die unter anderem Tudor-, Chromo- oder PHD-Domänen enthalten, können jedoch Lysinmethylierung mit außerordentlicher Empfindlichkeit erkennen und Mono-, Di- und Trimethyllysin insofern unterscheiden, als für einige Lysine (zB: H4K20) Mono, Di und Tri -Methylierung scheinen unterschiedliche Bedeutungen zu haben. Because of this, lysine methylation tends to be a very informative mark and dominates the known histone modification functions.

Glutamine serotonylation Edit

Recently it has been shown, that the addition of a serotonin group to the position 5 glutamine of H3, happens in serotonergic cells such as neurons. This is part of the differentiation of the serotonergic cells. This post-translational modification happens in conjunction with the H3K4me3 modification. The serotonylation potentiates the binding of the general transcription factor TFIID to the TATA box. [37]

Arginine methylation Edit

What was said above of the chemistry of lysine methylation also applies to arginine methylation, and some protein domains—e.g., Tudor domains—can be specific for methyl arginine instead of methyl lysine. Arginine is known to be mono- or di-methylated, and methylation can be symmetric or asymmetric, potentially with different meanings.

Arginine citrullination Edit

Enzymes called peptidylarginine deiminases (PADs) hydrolyze the imine group of arginines and attach a keto group, so that there is one less positive charge on the amino acid residue. This process has been involved in the activation of gene expression by making the modified histones less tightly bound to DNA and thus making the chromatin more accessible. [38] PADs can also produce the opposite effect by removing or inhibiting mono-methylation of arginine residues on histones and thus antagonizing the positive effect arginine methylation has on transcriptional activity. [39]

Lysine acetylation Edit

Addition of an acetyl group has a major chemical effect on lysine as it neutralises the positive charge. This reduces electrostatic attraction between the histone and the negatively charged DNA backbone, loosening the chromatin structure highly acetylated histones form more accessible chromatin and tend to be associated with active transcription. Lysine acetylation appears to be less precise in meaning than methylation, in that histone acetyltransferases tend to act on more than one lysine presumably this reflects the need to alter multiple lysines to have a significant effect on chromatin structure. The modification includes H3K27ac.

Serine/threonine/tyrosine phosphorylation Edit

Addition of a negatively charged phosphate group can lead to major changes in protein structure, leading to the well-characterised role of phosphorylation in controlling protein function. It is not clear what structural implications histone phosphorylation has, but histone phosphorylation has clear functions as a post-translational modification, and binding domains such as BRCT have been characterised.

Effects on transcription Edit

Most well-studied histone modifications are involved in control of transcription.

Actively transcribed genes Edit

Two histone modifications are particularly associated with active transcription:

Trimethylation of H3 lysine 4 (H3K4me3) This trimethylation occurs at the promoter of active genes [40] [41] [42] and is performed by the COMPASS complex. [43] [44] [45] Despite the conservation of this complex and histone modification from yeast to mammals, it is not entirely clear what role this modification plays. However, it is an excellent mark of active promoters and the level of this histone modification at a gene's promoter is broadly correlated with transcriptional activity of the gene. The formation of this mark is tied to transcription in a rather convoluted manner: early in transcription of a gene, RNA polymerase II undergoes a switch from initiating' to 'elongating', marked by a change in the phosphorylation states of the RNA polymerase II C terminal domain (CTD). The same enzyme that phosphorylates the CTD also phosphorylates the Rad6 complex, [46] [47] which in turn adds a ubiquitin mark to H2B K123 (K120 in mammals). [48] H2BK123Ub occurs throughout transcribed regions, but this mark is required for COMPASS to trimethylate H3K4 at promoters. [49] [50] Trimethylation of H3 lysine 36 (H3K36me3) This trimethylation occurs in the body of active genes and is deposited by the methyltransferase Set2. [51] This protein associates with elongating RNA polymerase II, and H3K36Me3 is indicative of actively transcribed genes. [52] H3K36Me3 is recognised by the Rpd3 histone deacetylase complex, which removes acetyl modifications from surrounding histones, increasing chromatin compaction and repressing spurious transcription. [53] [54] [55] Increased chromatin compaction prevents transcription factors from accessing DNA, and reduces the likelihood of new transcription events being initiated within the body of the gene. This process therefore helps ensure that transcription is not interrupted.

Repressed genes Edit

Three histone modifications are particularly associated with repressed genes:

Trimethylation of H3 lysine 27 (H3K27me3) This histone modification is deposited by the polycomb complex PRC2. [56] It is a clear marker of gene repression, [57] and is likely bound by other proteins to exert a repressive function. Another polycomb complex, PRC1, can bind H3K27me3 [57] and adds the histone modification H2AK119Ub which aids chromatin compaction. [58] [59] Based on this data it appears that PRC1 is recruited through the action of PRC2, however, recent studies show that PRC1 is recruited to the same sites in the absence of PRC2. [60] [61] Di and tri-methylation of H3 lysine 9 (H3K9me2/3) H3K9me2/3 is a well-characterised marker for heterochromatin, and is therefore strongly associated with gene repression. The formation of heterochromatin has been best studied in the yeast Schizosaccharomyces pombe, where it is initiated by recruitment of the RNA-induced transcriptional silencing (RITS) complex to double stranded RNAs produced from centromeric repeats. [62] RITS recruits the Clr4 histone methyltransferase which deposits H3K9me2/3. [63] This process is called histone methylation. H3K9Me2/3 serves as a binding site for the recruitment of Swi6 (heterochromatin protein 1 or HP1, another classic heterochromatin marker) [64] [65] which in turn recruits further repressive activities including histone modifiers such as histone deacetylases and histone methyltransferases. [66] Trimethylation of H4 lysine 20 (H4K20me3) This modification is tightly associated with heterochromatin, [67] [68] although its functional importance remains unclear. This mark is placed by the Suv4-20h methyltransferase, which is at least in part recruited by heterochromatin protein 1. [67]

Bivalent promoters Edit

Analysis of histone modifications in embryonic stem cells (and other stem cells) revealed many gene promoters carrying both H3K4Me3 and H3K27Me3, in other words these promoters display both activating and repressing marks simultaneously. This peculiar combination of modifications marks genes that are poised for transcription they are not required in stem cells, but are rapidly required after differentiation into some lineages. Once the cell starts to differentiate, these bivalent promoters are resolved to either active or repressive states depending on the chosen lineage. [69]

Other functions Edit

DNA-Schaden Bearbeiten

Marking sites of DNA damage is an important function for histone modifications. It also protects DNA from getting destroyed by ultraviolet radiation of sun.

Phosphorylation of H2AX at serine 139 (γH2AX) Phosphorylated H2AX (also known as gamma H2AX) is a marker for DNA double strand breaks, [70] and forms part of the response to DNA damage. [25] [71] H2AX is phosphorylated early after detection of DNA double strand break, and forms a domain extending many kilobases either side of the damage. [70] [72] [73] Gamma H2AX acts as a binding site for the protein MDC1, which in turn recruits key DNA repair proteins [74] (this complex topic is well reviewed in [75] ) and as such, gamma H2AX forms a vital part of the machinery that ensures genome stability. Acetylation of H3 lysine 56 (H3K56Ac) H3K56Acx is required for genome stability. [76] [77] H3K56 is acetylated by the p300/Rtt109 complex, [78] [79] [80] but is rapidly deacetylated around sites of DNA damage. H3K56 acetylation is also required to stabilise stalled replication forks, preventing dangerous replication fork collapses. [81] [82] Although in general mammals make far greater use of histone modifications than microorganisms, a major role of H3K56Ac in DNA replication exists only in fungi, and this has become a target for antibiotic development. [83]

DNA repair Edit

H3K36me3 has the ability to recruit the MSH2-MSH6 (hMutSα) complex of the DNA mismatch repair pathway. [84] Consistently, regions of the human genome with high levels of H3K36me3 accumulate less somatic mutations due to mismatch repair activity. [85]

Chromosome condensation Edit

Addiction Edit

Epigenetic modifications of histone tails in specific regions of the brain are of central importance in addictions. [91] [92] [93] Once particular epigenetic alterations occur, they appear to be long lasting "molecular scars" that may account for the persistence of addictions. [91]

Cigarette smokers (about 15% of the US population) are usually addicted to nicotine. [94] After 7 days of nicotine treatment of mice, acetylation of both histone H3 and histone H4 was increased at the FosB promoter in the nucleus accumbens of the brain, causing 61% increase in FosB expression. [95] This would also increase expression of the splice variant Delta FosB. In the nucleus accumbens of the brain, Delta FosB functions as a "sustained molecular switch" and "master control protein" in the development of an addiction. [96] [97]

About 7% of the US population is addicted to alcohol. In rats exposed to alcohol for up to 5 days, there was an increase in histone 3 lysine 9 acetylation in the pronociceptin promoter in the brain amygdala complex. This acetylation is an activating mark for pronociceptin. The nociceptin/nociceptin opioid receptor system is involved in the reinforcing or conditioning effects of alcohol. [98]

Methamphetamine addiction occurs in about 0.2% of the US population. [99] Chronic methamphetamine use causes methylation of the lysine in position 4 of histone 3 located at the promoters of the c-fos und der C-C chemokine receptor 2 (ccr2) genes, activating those genes in the nucleus accumbens (NAc). [100] c-fos is well known to be important in addiction. [101] The ccr2 gene is also important in addiction, since mutational inactivation of this gene impairs addiction. [100]

The first step of chromatin structure duplication is the synthesis of histone proteins: H1, H2A, H2B, H3, H4. These proteins are synthesized during S phase of the cell cycle. There are different mechanisms which contribute to the increase of histone synthesis.

Hefe Bearbeiten

Yeast carry one or two copies of each histone gene, which are not clustered but rather scattered throughout chromosomes. Histone gene transcription is controlled by multiple gene regulatory proteins such as transcription factors which bind to histone promoter regions. In budding yeast, the candidate gene for activation of histone gene expression is SBF. SBF is a transcription factor that is activated in late G1 phase, when it dissociates from its repressor Whi5. This occurs when Whi5 is phosphorylated by Cdc8 which is a G1/S Cdk. [102] Suppression of histone gene expression outside of S phases is dependent on Hir proteins which form inactive chromatin structure at the locus of histone genes, causing transcriptional activators to be blocked. [103] [104]

Metazoan Edit

In metazoans the increase in the rate of histone synthesis is due to the increase in processing of pre-mRNA to its mature form as well as decrease in mRNA degradation this results in an increase of active mRNA for translation of histone proteins. The mechanism for mRNA activation has been found to be the removal of a segment of the 3' end of the mRNA strand, and is dependent on association with stem-loop binding protein (SLBP). [105] SLBP also stabilizes histone mRNAs during S phase by blocking degradation by the 3'hExo nuclease. [106] SLBP levels are controlled by cell-cycle proteins, causing SLBP to accumulate as cells enter S phase and degrade as cells leave S phase. SLBP are marked for degradation by phosphorylation at two threonine residues by cyclin dependent kinases, possibly cyclin A/ cdk2, at the end of S phase. [107] Metazoans also have multiple copies of histone genes clustered on chromosomes which are localized in structures called Cajal bodies as determined by genome-wide chromosome conformation capture analysis (4C-Seq). [108]

Link between cell-cycle control and synthesis Edit

Nuclear protein Ataxia-Telangiectasia (NPAT), also known as nuclear protein coactivator of histone transcription, is a transcription factor which activates histone gene transcription on chromosomes 1 and 6 of human cells. NPAT is also a substrate of cyclin E-Cdk2, which is required for the transition between G1 phase and S phase. NPAT activates histone gene expression only after it has been phosphorylated by the G1/S-Cdk cyclin E-Cdk2 in early S phase. [109] This shows an important regulatory link between cell-cycle control and histone synthesis.

Histones were discovered in 1884 by Albrecht Kossel. [110] The word "histone" dates from the late 19th century and is derived from the German word "Histon", a word itself of uncertain origin - perhaps from the Greek histanai oder histos.

In the early 1960s, before the types of histones were known and before histones were known to be highly conserved across taxonomically diverse organisms, James F. Bonner and his collaborators began a study of these proteins that were known to be tightly associated with the DNA in the nucleus of higher organisms. [111] Bonner and his postdoctoral fellow Ru Chih C. Huang showed that isolated chromatin would not support RNA transcription in the test tube, but if the histones were extracted from the chromatin, RNA could be transcribed from the remaining DNA. [112] Their paper became a citation classic. [113] Paul T'so and James Bonner had called together a World Congress on Histone Chemistry and Biology in 1964, in which it became clear that there was no consensus on the number of kinds of histone and that no one knew how they would compare when isolated from different organisms. [114] [111] Bonner and his collaborators then developed methods to separate each type of histone, purified individual histones, compared amino acid compositions in the same histone from different organisms, and compared amino acid sequences of the same histone from different organisms in collaboration with Emil Smith from UCLA. [115] For example, they found Histone IV sequence to be highly conserved between peas and calf thymus. [115] However, their work on the biochemical characteristics of individual histones did not reveal how the histones interacted with each other or with DNA to which they were tightly bound. [114]

Also in the 1960s, Vincent Allfrey and Alfred Mirsky had suggested, based on their analyses of histones, that acetylation and methylation of histones could provide a transcriptional control mechanism, but did not have available the kind of detailed analysis that later investigators were able to conduct to show how such regulation could be gene-specific. [116] Until the early 1990s, histones were dismissed by most as inert packing material for eukaryotic nuclear DNA, a view based in part on the models of Mark Ptashne and others, who believed that transcription was activated by protein-DNA and protein-protein interactions on largely naked DNA templates, as is the case in bacteria.

During the 1980s, Yahli Lorch and Roger Kornberg [117] showed that a nucleosome on a core promoter prevents the initiation of transcription in vitro, and Michael Grunstein [118] demonstrated that histones repress transcription in vivo, leading to the idea of the nucleosome as a general gene repressor. Relief from repression is believed to involve both histone modification and the action of chromatin-remodeling complexes. Vincent Allfrey and Alfred Mirsky had earlier proposed a role of histone modification in transcriptional activation, [119] regarded as a molecular manifestation of epigenetics. Michael Grunstein [120] and David Allis [121] found support for this proposal, in the importance of histone acetylation for transcription in yeast and the activity of the transcriptional activator Gcn5 as a histone acetyltransferase.

The discovery of the H5 histone appears to date back to the 1970s, [122] and it is now considered an isoform of Histone H1. [2] [4] [5] [6]


Epigenetics and Development

Histon-Methylierung

Histone methylation occurs when methyltransferases add a methyl group to arginine or lysine (or possibly histidine) residues (reviewed in Bannister and Kouzarides, 2011 reviewed in Greer and Shi, 2012 ). In addition to methylation, several proposed methods for histone demethylation have been confirmed (reviewed in Bannister and Kouzarides, 2011 ). Unlike acetyl groups, methyl groups do not change the histone's charge (reviewed in Bannister and Kouzarides, 2011 ). Additionally, methyltransferases can add multiple methyl groups to a single arginine or lysine, mono-, di-, or even, in the case of lysine, tri-methylating the residue while histidines have only been found to be monomethylated (reviewed in Bannister and Kouzarides, 2011 reviewed in Greer and Shi, 2012 ). The altered gene expression resulting from histone methylation is not as clear cut as with histone acetylation. Both the location of the methyl group and whether that location is mono-, di-, or tri-methylated can determine whether the result is an increase or decrease in gene expression (reviewed in Greer and Shi, 2012 ). At some locations, a certain histone methylation marker may lead to both gene expression and repression at different times (reviewed in Greer and Shi, 2012 ).


Histone lysine methyltransferases in biology and disease

The precise temporal and spatial coordination of histone lysine methylation dynamics across the epigenome regulates virtually all DNA-templated processes. A large number of histone lysine methyltransferase (KMT) enzymes catalyze the various lysine methylation events decorating the core histone proteins. Mutations, genetic translocations and altered gene expression involving these KMTs are frequently observed in cancer, developmental disorders and other pathologies. Therapeutic compounds targeting specific KMTs are currently being tested in the clinic, although overall drug discovery in the field is relatively underdeveloped. Here we review the biochemical and biological activities of histone KMTs and their connections to human diseases, focusing on cancer. We also discuss the scientific and clinical challenges and opportunities in studying KMTs.

Lysine methylation was first described in 1959 on a bacterial flagellar protein 5 and soon thereafter identified on histone proteins 6 . Indeed, the core histones contain numerous evolutionarily conserved lysine residues that are methylated in vivo. In humans, the canonical lysine methylation sites are found on histone H3 at lysine 4 (H3K4), lysine 9 (H3K9), lysine 27 (H3K27), lysine 36 (H3K36) and lysine 79 (H3K79), and on histone H4 at lysine 20 (H4K20). These modifications regulate an array of chromatin functions (Fig. 1b) 1 . In addition to these canonical sites, there are several less well characterized sites of lysine methylation on the core histones (for example, H3K23me, H3K63me3, H45me1 and H4K12me1) (Fig. 1c) 4,7 . Together, the substantial numbers of methylation sites and differentially methylated states present in histones illustrate the potential complexity that this signaling system can provide in the regulation of chromatin biology and how its deregulation can lead to disease.


Geschichte verändern

Almenara J, Rosato R, Grant S (2002) Synergistic induction of mitochondrial damage and apoptosis in human leukemia cells by flavopiridol and the histone deacetylase inhibitor suberoylanilide hydroxamic acid (SAHA). Leukämie 16: 1331–1343

Bali P, Pranpat M, Bradner J, Balasis M, Fiskus W, Guo F, Rocha K, Kumaraswamy S, Boyapalle S, Atadja P, Seto E, Bhalla K (2005) Inhibition of histone deacetylase 6 acetylates and disrupts the chaperone function of heat shock protein 90: a novel basis of antileukemia activity of histone deacetylase inhibitors. J Biol Chem 280: 26729–26734

Bereshchenko OR, Gu W, Dalla-Favera R (2002) Acetylation inactivates the transcriptional repressor BCL6. Nat Genet 32: 606–613

Butler LM, Agus DB, Scher HI, Higgins B, Rose A, Cordon-Cardo C, Thaler HT, Rifkind RA, Marks PA, Richon VM (2000) Suberoylanilide hydroxamic acid, an inhibitor of histone deacetylase, suppresses the growth of prostate cancer cells in vitro und in vivo. Krebs Res 60: 5165–5170

Chinnaiyan P, Vallabhaneni G, Armstrong E, Huang SM, Harari PM (2005) Modulation of radiation response by histone deacetylase inhibition. Int J Radiat Oncol Biol Phys 62: 223–229

Cohen LA, Amin S, Marks PA, Rifkind RA, Desai D, Richon VM (1999) Chemoprevention of carcinogen-induced mammary tumorigenesis by the hybrid polar cytodifferentiation agent, suberanilohydroxamic acid (SAHA). Anti-Krebs-Res 19: 4999–5005

Cohen LA, Marks PA, Rifkind RA, Amin S, Desai D, Pittman B, Richon VM (2002) Suberoylanilide hydroxamic acid (SAHA), a histone deacetylase inhibitor, suppresses the growth of carcinogen-induced mammary tumors. Anti-Krebs-Res 22: 1497–1504

Desai D, Das A, Cohen L, el Bayoumy K, Amin S (2003) Chemopreventive efficacy of suberoylanilide hydroxamic acid (SAHA) against 4-(methylnitrosamino)-1-(3-pyridyl)-1-butanone (NNK)-induced lung tumorigenesis in female A/J mice. Anti-Krebs-Res 23: 499–503

Duvic M, Talpur R, Zhang C, Goy A, Richon VM, Frankel SR (2005) Phase II trial of oral suberoylanilide hydroxamic acid (SAHA) for cutaneous T-cell lymphoma (CTCL) unresponsive to conventional therapy. J Clin Oncol 23 (suppl): 577s (abstract 6571)

Eyupoglu IY, Hahnen E, Buslei R, Siebzehnrubl FA, Savaskan NE, Luders M, Trankle C, Wick W, Weller M, Fahlbusch R, Blumcke I (2005) Suberoylanilide hydroxamic acid (SAHA) has potent anti-glioma properties in vitro, Ex-vivo und in vivo. J Neurochem 93: 992–999

Fenrick R, Hiebert SW (1998) Role of histone deacetylases in acute leukemia. J Cell Biochem Suppl 30–31: 194–202

Finnin MS, Donigian JR, Cohen A, Richon VM, Rifkind RA, Marks PA, Breslow R, Pavletich NP (1999) Structures of a histone deacetylase homologue bound to the TSA and SAHA inhibitors. Natur 401: 188–193

Glaser KB, Staver MJ, Waring JF, Stender J, Ulrich RG, Davidsen SK (2003) Gene expression profiling of multiple histone deacetylase (HDAC) inhibitors: defining a common gene set produced by HDAC inhibition in T24 and MDA carcinoma cell lines. Mol Cancer Ther 2: 151–163

Gregory PD, Wagner K, Horz W (2001) Histone acetylation and chromatin remodeling. Exp Cell Res 265: 195–202

Grignani F, De Matteis S, Nervi C, Tomassoni L, Gelmetti V, Cioce M, Fanelli M, Ruthardt M, Ferrara FF, Zamir I, Seiser C, Grignani F, Lazar MA, Minucci S, Pelicci PG (1998) Fusion proteins of the retinoic acid receptor-alpha recruit histone deacetylase in promyelocytic leukaemia. Natur 391: 815–818

Grunstein M (1997) Histone acetylation in chromatin structure and transcription. Natur 389: 349–352

Gui CY, Ngo L, Xu WS, Richon VM, Marks PA (2004) Histone deacetylase (HDAC) inhibitor activation of p21WAF1 involves changes in promoter-associated proteins, including HDAC1. Proc Natl Acad Sci USA 101: 1241–1246

Halkidou K, Gaughan L, Cook S, Leung HY, Neal DE, Robson CN (2004) Upregulation and nuclear recruitment of HDAC1 in hormone refractory prostate cancer. Prostata 59: 177–189

He LZ, Guidez F, Tribioli C, Peruzzi D, Ruthardt M, Zelent A, Pandolfi PP (1998) Distinct interactions of PML-RARalpha and PLZF-RARalpha with co-repressors determine differential responses to RA in APL. Nat Genet 18: 126–135

He LZ, Tolentino T, Grayson P, Zhong S, Warrell Jr RP, Rifkind RA, Marks PA, Richon VM, Pandolfi PP (2001) Histone deacetylase inhibitors induce remission in transgenic models of therapy-resistant acute promyelocytic leukemia. J Clin Invest 108: 1321–1330

Johnstone RW, Licht JD (2003) Histone deacetylase inhibitors in cancer therapy: is transcription the primary target? Krebszelle 4: 13–18

Kelly WK, O'Connor OA, Krug LM, Chiao JH, Heaney M, Curley T, Macgregore-Cortelli B, Tong W, Secrist JP, Schwartz L, Richardson S, Chu E, Olgac S, Marks PA, Scher H, Richon VM (2005) Phase I study of an oral histone deacetylase inhibitor, suberoylanilide hydroxamic Acid, in patients with advanced cancer. J Clin Oncol 23: 3923–3931

Kelly WK, Richon VM, O'Connor O, Curley T, MacGregor-Curtelli B, Tong W, Klang M, Schwartz L, Richardson S, Rosa E, Drobnjak M, Cordon-Cordo C, Chiao JH, Rifkind R, Marks PA, Scher H (2003) Phase I clinical trial of histone deacetylase inhibitor: suberoylanilide hydroxamic acid administered intravenously. Clin Cancer Res 9: 3578–3588

Kim MS, Blake M, Baek JH, Kohlhagen G, Pommier Y, Carrier F (2003) Inhibition of histone deacetylase increases cytotoxicity to anticancer drugs targeting DNA. Krebs Res 63: 7291–7300

Lemercier C, Brocard MP, Puvion-Dutilleul F, Kao HY, Albagli O, Khochbin S (2002) Class II histone deacetylases are directly recruited by BCL6 transcriptional repressor. J Biol Chem 277: 22045–22052

Marchion DC, Bicaku E, Daud AI, Richon V, Sullivan DM, Munster PN (2004) Sequence-specific potentiation of topoisomerase II inhibitors by the histone deacetylase inhibitor suberoylanilide hydroxamic acid. J-Zell-Biochemie 92: 223–237

Marks P, Rifkind RA, Richon VM, Breslow R, Miller T, Kelly WK (2001) Histone deacetylases and cancer: causes and therapies. Nat Rev Cancer 1: 194–202

Marks PA, Dokmanovic M (2005) Histone deacetylase inhibitors: discovery and development as anticancer agents. Expert Opin Investig Drugs 14: 1497–1511

Marks PA, Richon VM, Miller T, Kelly WK (2004) Histone deacetylase inhibitors. Adv Cancer Res 91: 137–168

Nimmanapalli R, Fuino L, Stobaugh C, Richon V, Bhalla K (2003) Cotreatment with the histone deacetylase inhibitor suberoylanilide hydroxamic acid (SAHA) enhances imatinib-induced apoptosis of Bcr-Abl-positive human acute leukemia cells. Blut 101: 3236–3239

Ocker M, Alajati A, Ganslmayer M, Zopf S, Luders M, Neureiter D, Hahn EG, Schuppan D, Herold C (2005) The histone-deacetylase inhibitor SAHA potentiates proapoptotic effects of 5-fluorouracil and irinotecan in hepatoma cells. J Cancer Res Clin Oncol 131: 385–394

Rahmani M, Reese E, Dai Y, Bauer C, Payne SG, Dent P, Spiegel S, Grant S (2005) Coadministration of histone deacetylase inhibitors and perifosine synergistically induces apoptosis in human leukemia cells through Akt and ERK1/2 inactivation and the generation of ceramide and reactive oxygen species. Krebs Res 65: 2422–2432

Rahmani M, Yu C, Dai Y, Reese E, Ahmed W, Dent P, Grant S (2003) Coadministration of the heat shock protein 90 antagonist 17-allylamino- 17-demethoxygeldanamycin with suberoylanilide hydroxamic acid or sodium butyrate synergistically induces apoptosis in human leukemia cells. Krebs Res 63: 8420–8427

Richon VM, Sandhoff TW, Rifkind RA, Marks PA (2000) Histone deacetylase inhibitor selectively induces p21WAF1 expression and gene-associated histone acetylation. Proc Natl Acad Sci USA 97: 10014–10019

Rundall BK, Denlinger CE, Jones DR (2004) Combined histone deacetylase and NF-kappaB inhibition sensitizes non-small cell lung cancer to cell death. Operation 136: 416–425

Sakajiri S, Kumagai T, Kawamata N, Saitoh T, Said JW, Koeffler HP (2005) Histone deacetylase inhibitors profoundly decrease proliferation of human lymphoid cancer cell lines. Exp Hämatol 33: 53–61

Sandor V, Robbins AR, Robey R, Myers T, Sausville E, Bates SE, Sackett DL (2000) FR901228 causes mitotic arrest but does not alter microtubule polymerization. Anticancer Drugs 11: 445–454

Secrist JP, Zhou X, Richon VM (2003) HDAC inhibitors for the treatment of cancer. Curr Opin Investig Drugs 4: 1422–1427

Song J, Noh JH, Lee JH, Eun JW, Ahn YM, Kim SY, Lee SH, Park WS, Yoo NJ, Lee JY, Nam SW (2005) Increased expression of histone deacetylase 2 is found in human gastric cancer. APMIS 113: 264–268

Ungerstedt JS, Sowa Y, Xu WS, Shao Y, Dokmanovic M, Perez G, Ngo L, Holmgren A, Jiang X, Marks PA (2005) Role of thioredoxin in the response of normal and transformed cells to histone deacetylase inhibitors. Proc Natl Acad Sci USA 102: 673–678

Verdin E, Dequiedt F, Kasler HG (2003) Class II histone deacetylases: versatile regulators. Trends Genet 19: 286–293

Warrener R, Beamish H, Burgess A, Waterhouse NJ, Giles N, Fairlie D, Gabrielli B (2003) Tumor cell-selective cytotoxicity by targeting cell cycle checkpoints. FASEB J 17: 1550–1552

Zhu P, Martin E, Mengwasser J, Schlag P, Janssen KP, Gottlicher M (2004) Induction of HDAC2 expression upon loss of APC in colorectal tumorigenesis. Krebszelle 5: 455–463


Danksagung

We thank U. Nguyen and Y. David for help with tissue culture G. Laevsky for advice on microscopy P. Lewis for providing biotinylated H3 peptides C.D. Allis, G. Debelouchina, Z. Brown, B. Wang and C. Jenness for helpful discussions and K. Jani for careful proofreading of this manuscript. NIH-3T3 cells were a gift from J. Schwarzbauer (Princeton University). Funding provided by the Swiss National Science Foundation (postdoctoral fellowships to M.M.M. and B.F.) and the US National Institutes of Health (grant R01-GM107047 to T.W.M.).



Bemerkungen:

  1. Drugi

    Ich mag diese Idee, ich stimme voll und ganz zu.

  2. Prometheus

    Ich bin der gleichen Meinung.

  3. Dealbert

    Sehr, sehr

  4. Mwita

    Ein gutes Thema

  5. Chavatangakwunua

    Ich werde es drucken ... an der Wand an der auffälligsten Stelle !!!

  6. Shajin

    Vielen Dank für Ihre Hilfe in dieser Angelegenheit. Ich wusste es nicht.



Eine Nachricht schreiben