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3.11.2: Männlich und weiblich - Biologie

3.11.2: Männlich und weiblich - Biologie


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In der Syngamie gibt es immer zwei Partner. Um die Partnererkennung zu verbessern, gibt es viele Mechanismen.

Einer basiert einfach auf der Größe. Ist einer größer, dann ist der Kleine vermutlich der gute Partner. Von diesem Punkt an wird die kleinere Zelle als männlich und die größere als weiblich bezeichnet.

Jetzt könnten Frauen in Speicher (und größere Größe) investieren, während Männer in Zahlen investieren. Diese Strategie wird die Befruchtung dramatisch verbessern und ermöglicht es auch, bessere Männchen auszuwählen. Es entstehen große, unbewegliche weibliche Zellen und kleine, sich schnell bewegende, zahlreiche männliche Zellen. Hier nannten Weibchen Eizellen (oder Eizellen) und Männchen - Spermatozoen.

Der letzte Schritt könnten auch unbewegliche Männchen sein, aber dies ist nicht häufig, da sie für die Befruchtung die Hilfe von außen benötigen. Diese unbeweglichen männlichen Zellen (Spermatien) kommen in Rotalgen, Schwämmen, Krebstieren und Blütenpflanzen vor.


Frage 1.
Rhodophyceae wird wegen des Pigments als Rotalge bezeichnet
(a) Fucoxanthin
(b) Phycoerythrin
(c) Carotinoide
(d) Chlorophyll c

Antwort: (b) Phycoerythrin
Erläuterung:
Mitglieder von Rhodophyceae werden aufgrund der Vorherrschaft des roten Pigments r-Phycoerythrin in ihrem Körper allgemein als Rotalgen bezeichnet.

Frage 2.
Welches der folgenden Pflanzenmaterial ist ein effizientes Wasseraufnahmemittel?
(a) Agar
(b) Zellulose
(c) Lignin
(d) Pektin

Frage 3.
In einer einhäusigen Pflanze
(a) Männliche und weibliche Geschlechtsorgane befinden sich bei derselben Person
(b) Männliche und weibliche Gameten sind von zwei morphologisch unterschiedlichen Typen
(c) Männliche und weibliche Geschlechtsorgane befinden sich bei verschiedenen Individuen
(d) Alle Staubblätter sind zu einer Einheit verwachsen

Antwort: (a) Männliche und weibliche Geschlechtsorgane befinden sich bei derselben Person

Frage 4.
Die kernlosen Gefäßpflanzen, deren Sporophyten größer sind als ihre kleinen und unabhängigen Gametophyten, sind
(a) Pteridophyten
(b) Angiospermen
(c) Gymnospermen
(d) Nichts davon

Frage 5.
Welches der folgenden ist ein Lebermoos?
(a) Sphagnum
(b) Funarien
(c) Marchantia
(d) Polytrichum

Antwort: (c) Marchantia
Erläuterung:
Marchantia ist ein Lebermoos.
Sphagnum, Funaria und Polytrichum sind Moose.

Frage 6.
Transgene Pflanzen sind es
(a) Gezüchtet in künstlichem Medium nach Hybridisierung im Feld
(b) Produziert von einem somatischen Embryo in künstlichem Medium
(c) Generiert durch Einführen fremder DNA in eine Zelle und Regenerieren einer Pflanze aus dieser Zelle
(d) Hergestellt nach Protoplastenfusion in künstlichem Medium

Antwort: (c) Generiert durch Einführen fremder DNA in eine Zelle und Regenerieren einer Pflanze aus dieser Zelle

Frage 7.
Welche der folgenden Pflanzen wird ausgiebig für das Studium der Photosynthese verwendet?
(a) Amaranthus
(b) Spargel
(c) Chlorella
(d) Sonnenblume

Frage 8.
Welche der folgenden Methoden werden verwendet, um Mikroben zu züchten?
(a) Laminaria
(b) Gelidium
(c) Chlorella
(d) Sargassum

Antwort: (b) Gelidium
Erläuterung:
Agar wird aus Gelidium und Gracilaria gewonnen, es wird verwendet, um Mikroben zu züchten und zur Herstellung von Eiscreme und Gelees.

Frage 9.
Isogamer Zustand mit nicht-geißelten Gameten findet sich in
(a) Chlamydomonas
(b) Spirogyra
(c) Volvox
(d) Fucus

Frage 10.
Gymnospermen produzieren weder Blüten noch Früchte, weil sie keine besitzen
(a) Embryo
(b) Eierstock
(c) Eizelle
(d) Samen

Frage 11.
Rhodophyceae wird wegen des Pigments als Rotalge bezeichnet
(a) Fucoxanthin
(b) Phycoerythrin
(c) Carotinoide
(d) Chlorophyll c

Antwort: (b) Phycoerythrin
Erläuterung:
Mitglieder von Rhodophyceae werden aufgrund der Vorherrschaft des roten Pigments r-Phycoerythrin in ihrem Körper allgemein als Rotalgen bezeichnet.

Frage 12.
In Moos-Stomata erscheint auf
(a) Kapsel
(b) Blätter
(c) Stamm
(d) All dies

Frage 13.
Der Gametophyt ist keine unabhängige, frei lebende Generation in
(a) Pinus
(b) Polytrichum
(c) Adiantum
(d) Marchantia

Frage 14.
Bei Gymnospermen erfolgt die Entwicklung von Pollenkörnern in
(a) Strobili
(b) Mikrosporangien
(c) Megasporangien
(d) Makrosporangien

Antwort: (b) Mikrosporangien
Erläuterung:
Bei Gymnospermen findet die Entwicklung von Pollenkörnern in Mikrosporangien statt.

Frage 15.
Bandförmige Chloroplasten treten in . auf
(a) Ulothrix
(b) Spirogyra
(c) Chlamydomonas
(d) Riccia

Frage 16.
Antheridia und Archegonia sind Geschlechtsorgane von
(a) Moos
(b) Mucor
(c) Spirogyra
(d) Puccinia

Frage 17.
Jod kommt vor in
(a) Spirogyra
(b) Laminaria
(c) Polysiphonie
(d) Chlorella

Frage 18.
Bryophyten werden Amphibien des Pflanzenreichs genannt, weil
(a) Diese Pflanzen leben im Boden und sind für die ungeschlechtliche Fortpflanzung von Meeresorganismen abhängig.
(b) Diese Pflanzen leben im Boden und sind für die sexuelle Fortpflanzung auf Wasser angewiesen.
(c) Diese Pflanzen leben im Wasser und sind für die sexuelle Fortpflanzung von Landtieren abhängig.
(d) Diese Pflanzen leben in der Nähe von Gewässern.

Antwort: (b) Diese Pflanzen leben im Boden und sind für die sexuelle Fortpflanzung auf Wasser angewiesen.
Erläuterung:
Bryophyten werden Amphibien des Pflanzenreichs genannt, weil sie im Boden leben und für die sexuelle Fortpflanzung auf Wasser angewiesen sind.
Sie treten meist in feucht-feuchten und schattigen Bereichen auf.

Frage 19.
Welches der folgenden ist ein vaskuläres Kryptogramm?
(a) Cedrus
(b) Equisetum
(c) Ginkgo
(d) Marchantia

Frage 20.
Pinus unterscheidet sich von Mango darin, dass es
(a) Baumgewohnheit
(b) Grüne Blätter
(c) Eizellen, die nicht im Eierstock eingeschlossen sind
(d) Holz

Antwort: (c) Eizellen nicht im Eierstock eingeschlossen

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Sind Geschlecht und Geschlecht unterschiedlich?

In einem Versuch, biologische Tatsachen an sich zu reißen, haben die sexuellen Revolutionäre versucht, Geschlecht und Geschlecht zu trennen, indem sie sie als zwei getrennte Aspekte einer Person definiert haben. In einem kürzlich erschienenen Artikel zu diesem Thema heißt es: „Geschlecht ist ein biologisches Merkmal, das durch die spezifischen Geschlechtschromosomen bestimmt wird. . . . Geschlecht hingegen ist sozial, kulturell und persönlich definiert.“2

Ein anderer Artikel gab eine ähnliche Definition für Sex und stellte dann fest: „Der Begriff des Geschlechts . . . unterscheidet sich deutlich vom biologischen Geschlecht. Geschlechtsidentität ist ein subjektives Gefühl von ‚Männlichkeit‘ und ‚Weiblichkeit‘.“3 (Oder, wenn Sie sich an den Geschlechterdefinitionen des Tumblr-Blogs orientieren, vielleicht etwas ganz anderes!) Aber was sagen die medizinischen Experten, die die medizinischen Wörterbücher schreiben?

Sie definieren weiterhin Geschlecht und Geschlecht als Synonyme. Die aktuelle Ausgabe von Stedmans medizinisches Wörterbuch definiert Geschlecht als „Kategorie, der eine Person von sich selbst oder anderen zugeordnet wird, aufgrund des Geschlechts“ (Hervorhebung von mir). Sex wird definiert als „der biologische Charakter oder die biologische Eigenschaft, die männlich und weiblich unterscheidet“.4

Tabers zyklopädisches medizinisches Wörterbuch definiert Geschlecht als „das Geschlecht einer Person (d. h. männlich oder weiblich)“ und Geschlecht als „1. die Merkmale, die bei den meisten Pflanzen und Tieren Männchen und Weibchen unterscheiden. 2. Geschlecht.“5 Aus medizinischer und wissenschaftlicher Sicht ist klar, dass sie gleich sind. Nur diejenigen, die das tun wollen, was in ihren eigenen Augen richtig ist (Richter 21:25), möchten diese Begriffe unterscheiden, um ihre Sünde zu rechtfertigen.

Das Wort Gottes trennt auch nicht das Geschlecht vom Geschlecht. Genesis 1:27 bezieht sich auf die Erschaffung von Mann und Frau (Geschlecht), und in Genesis 2 lesen wir ausführlicher von der Erschaffung von Mann und Frau (Geschlecht). Spezifische männliche und weibliche Pronomen (z. B. sie/sie, er ist) werden im gesamten Schöpfungsbericht der Genesis verwendet, um Mann mit Mann und Frau mit Frau zu verbinden. Sex ist direkt mit dem Geschlecht verbunden. Nachdem Gott seine Schöpfung vollendet hatte, erklärte er sie außerdem für „sehr gut“ (1. Mose 1,31). Gottes gutes Design gilt also nur für zwei Geschlechter, und dieses Design wird durch unsere Biologie bestätigt.


Buchinformationen

Buchbeschreibung

Dieses Lehrbuch wurde erstellt, um einen Einführungskurs in die Biologie mit demselben Namen zu begleiten. Wir hoffen jedoch, jeden Leser anzusprechen, der daran interessiert ist, in einer freien, interaktiven Umgebung die Grundlagen der folgenden einführenden Themen zu erlernen: Wissenschaftsprozess, Evolution , Molekulargenetik, Vererbung, die Evolution des Geschlechts, sexuelle Selektion und schließlich, wie Babys gemacht werden. Ein 13-wöchiger Laborlehrplan begleitet den ursprünglichen Kurs an der University of Minnesota. Lab-Ressourcen sind über Bluedoor-Publisher unter https://www.bluedoorpublishing.com/ verfügbar. Während wir diese Ressource weiterentwickeln, freuen wir uns über Ihr Feedback. -Sehoya und Deena

Sofern nicht anders angegeben, Originalillustrationen von Windy Zheng.

Autoren

Lizenz

The Evolution and Biology of Sex von Sehoya Cotner und Deena Wassenberg ist unter einer Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License lizenziert, sofern nicht anders angegeben.


43.3 Menschliche Reproduktionsanatomie und Gametogenese

Am Ende dieses Abschnitts können Sie Folgendes tun:

  • Beschreiben Sie die menschliche männliche und weibliche Fortpflanzungsanatomie
  • Besprechen Sie die sexuelle Reaktion des Menschen
  • Beschreiben Sie Spermatogenese und Oogenese und diskutieren Sie ihre Unterschiede und Gemeinsamkeiten

Mit zunehmender Komplexität der Tiere entwickelten sich spezifische Organe und Organsysteme, um spezifische Funktionen für den Organismus zu unterstützen. Die Fortpflanzungsstrukturen, die sich bei Landtieren entwickelt haben, ermöglichen es Männchen und Weibchen, sich zu paaren, innerlich zu befruchten und das Wachstum und die Entwicklung von Nachkommen zu unterstützen.

Anatomie der menschlichen Fortpflanzung

Das Fortpflanzungsgewebe von männlichen und weiblichen Menschen entwickelt sich ähnlich in utero bis ein niedriger Spiegel des Hormons Testosteron aus den männlichen Keimdrüsen freigesetzt wird. Testosteron bewirkt, dass sich die unentwickelten Gewebe in männliche Geschlechtsorgane differenzieren. Wenn Testosteron fehlt, entwickeln sich die Gewebe zu weiblichen Geschlechtsgeweben. Primitive Gonaden werden zu Hoden oder Eierstöcken. Gewebe, die bei Männern einen Penis produzieren, produzieren bei Frauen eine Klitoris. Das Gewebe, das bei einem Mann zum Hodensack wird, wird bei einer Frau zu den Schamlippen, dh sie sind homologe Strukturen.

Männliche Fortpflanzungsanatomie

Im männlichen Fortpflanzungssystem beherbergt der Hodensack die Hoden oder Hoden (Singular: Hoden), einschließlich der Passage für Blutgefäße, Nerven und Muskeln, die mit der Hodenfunktion zusammenhängen. Die Hoden sind ein Paar männlicher Fortpflanzungsorgane, die Spermien und einige Fortpflanzungshormone produzieren. Jeder Hoden ist etwa 2,5 x 3,8 cm (1,5 x 1 Zoll) groß und durch Bindegewebe, Septen genannt, in keilförmige Läppchen unterteilt. In jedem Keil sind Samenkanälchen aufgewickelt, die Spermien produzieren.

Spermien sind bei Körpertemperatur unbeweglich, daher befinden sich Hodensack und Penis außerhalb des Körpers, wie in Abbildung 43.8 dargestellt, so dass eine für die Beweglichkeit geeignete Temperatur aufrechterhalten wird. Bei Landsäugetieren muss das Hodenpaar außerhalb des Körpers bei etwa 2 ° C unter der Körpertemperatur aufgehängt werden, um lebensfähige Spermien zu produzieren. Unfruchtbarkeit kann bei Landsäugetieren auftreten, wenn die Hoden während der fetalen Entwicklung nicht durch die Bauchhöhle absteigen.

Visuelle Verbindung

Welche der folgenden Aussagen über das männliche Fortpflanzungssystem ist falsch?

  1. Der Samenleiter transportiert das Sperma von den Hoden zum Penis.
  2. Spermien reifen in Samenkanälchen in den Hoden.
  3. Sowohl die Prostata als auch die Bulbourethraldrüsen produzieren Samenbestandteile.
  4. Die Prostata befindet sich in den Hoden.

Spermien reifen in Samenkanälchen, die in den Hoden gewunden sind, wie in Abbildung 43.8 dargestellt. Die Wände der Samenkanälchen bestehen aus den sich entwickelnden Samenzellen, wobei sich die am wenigsten entwickelten Spermien an der Peripherie des Tubulus und die voll entwickelten Spermien im Lumen befinden. Die Samenzellen werden mit „Kindermädchen“-Zellen, sogenannten Sertoli-Zellen, vermischt, die die Keimzellen schützen und ihre Entwicklung fördern. Andere Zellen, die in die Wand der Tubuli gemischt sind, sind die interstitiellen Zellen von Leydig. Diese Zellen produzieren hohe Testosteronspiegel, sobald das Männchen die Pubertät erreicht.

Wenn die Spermien Flagellen entwickelt haben und fast reif sind, verlassen sie die Hoden und dringen in den Nebenhoden ein, wie in Abbildung 43.8 gezeigt. Diese Struktur ähnelt einem Komma und liegt am oberen und hinteren Teil der Hoden. Es ist der Ort der Spermienreifung. Die Spermien verlassen den Nebenhoden und treten in den Samenleiter (oder Ductus deferens) ein, der die Spermien hinter der Blase trägt und mit dem Gang aus den Samenbläschen den Ejakulationsgang bildet. Bei einer Vasektomie wird ein Teil des Samenleiters entfernt, wodurch verhindert wird, dass Spermien während der Ejakulation aus dem Körper ausgeschieden werden und eine Befruchtung verhindert wird.

Sperma ist eine Mischung aus Sperma und Samenleitersekreten (etwa 10 Prozent der Gesamtmenge) und Flüssigkeiten aus den Nebendrüsen, die den größten Teil des Spermavolumens ausmachen. Spermien sind haploide Zellen, bestehend aus einem Flagellum als Schwanz, einem Hals, der die energieerzeugenden Mitochondrien der Zelle enthält, und einem Kopf, der das genetische Material enthält. Abbildung 43.9 zeigt eine mikroskopische Aufnahme von menschlichen Spermien sowie ein Diagramm der Spermienteile. An der Spitze des Spermienkopfes befindet sich ein Akrosom. Diese Struktur enthält lysosomale Enzyme, die die Schutzhüllen, die die Eizelle umgeben, verdauen können, um den Spermien zu helfen, in die Eizelle einzudringen und sie zu befruchten. Ein Ejakulat enthält zwei bis fünf Milliliter Flüssigkeit mit 50 bis 120 Millionen Spermien pro Milliliter.

Der Großteil des Samens stammt aus den akzessorischen Drüsen, die mit dem männlichen Fortpflanzungssystem verbunden sind. Dies sind die Samenbläschen, die Prostata und die Bulbourethraldrüse, die alle in Abbildung 43.8 dargestellt sind. Die Samenbläschen sind ein Drüsenpaar, das am hinteren Rand der Harnblase liegt. Die Drüsen bilden eine dicke, gelbliche und alkalische Lösung. Da Spermien nur in einer alkalischen Umgebung beweglich sind, ist ein basischer pH-Wert wichtig, um den Säuregehalt der Vaginalumgebung umzukehren. Die Lösung enthält außerdem Schleim, Fructose (ein mitochondrialer Nährstoff der Spermien), ein Gerinnungsenzym, Ascorbinsäure und lokal wirkende Hormone, die Prostaglandine genannt werden. Die Samenbläschendrüsen machen 60 Prozent der Samenmenge aus.

Der in Abbildung 43.8 dargestellte Penis ist ein Organ, das Urin aus der Nierenblase ableitet und während des Geschlechtsverkehrs als Kopulationsorgan fungiert. Der Penis enthält drei Schwellkörperröhrchen, die sich über die gesamte Länge des Organs erstrecken. Diese bestehen aus einem Röhrenpaar auf der dorsalen Seite, dem sogenannten Corpus cavernosum, und einem einzelnen Gewebeschlauch auf der ventralen Seite, dem sogenannten Corpus spongiosum. Dieses Gewebe wird mit Blut angeschwollen, wird aufrecht und hart, um sich auf den Geschlechtsverkehr vorzubereiten. Das Organ wird in die Vagina eingeführt, was mit einer Ejakulation gipfelt. Beim Geschlechtsverkehr schließen sich die glatten Schließmuskeln an der Öffnung zur Nierenblase und verhindern, dass Urin in den Penis gelangt. Ein Orgasmus ist ein zweistufiger Prozess: Zuerst ziehen sich Drüsen und Nebenorgane zusammen, die mit den Hoden verbunden sind, dann wird während der Ejakulation Sperma (das Sperma enthält) durch die Harnröhre ausgestoßen. Nach dem Geschlechtsverkehr fließt das Blut aus dem Schwellkörper und der Penis wird schlaff.

Die walnussförmige Prostata umgibt die Harnröhre, die Verbindung zur Harnblase. Es hat eine Reihe von kurzen Kanälen, die direkt mit der Harnröhre verbunden sind. Die Drüse ist eine Mischung aus glatter Muskulatur und Drüsengewebe. Der Muskel liefert einen Großteil der Kraft, die für die Ejakulation erforderlich ist. Das Drüsengewebe bildet eine dünne, milchige Flüssigkeit, die Citrat (ein Nährstoff), Enzyme und Prostata-spezifisches Antigen (PSA) enthält. PSA ist ein proteolytisches Enzym, das hilft, das Ejakulat einige Minuten nach der Freisetzung vom Mann zu verflüssigen. Die Sekretion der Prostatadrüsen macht etwa 30 Prozent der Samenmenge aus.

Die Bulbourethraldrüse oder Cowper-Drüse gibt ihr Sekret ab, bevor der Großteil des Samens freigesetzt wird. Es neutralisiert alle Säurerückstände in der Harnröhre, die vom Urin übrig bleiben. Dies macht normalerweise ein paar Tropfen Flüssigkeit im gesamten Ejakulat aus und kann einige Spermien enthalten. Das Herausziehen des Penis aus der Vagina vor der Ejakulation, um eine Schwangerschaft zu verhindern, funktioniert möglicherweise nicht, wenn sich Spermien in den Sekreten der Bulbourethraldrüse befinden. Lage und Funktion der männlichen Fortpflanzungsorgane sind in Tabelle 43.1 zusammengefasst.

Organ Standort Funktion
Hodensack Extern Hoden tragen und unterstützen
Penis Extern Abgabe von Urin, Kopulationsorgan
Hoden Intern Spermien und männliche Hormone produzieren
Samenbläschen Intern Tragen Sie zur Samenproduktion bei
Prostatadrüse Intern Tragen Sie zur Samenproduktion bei
Bulbourethrale Drüsen Intern Harnröhre bei Ejakulation reinigen

Anatomie der weiblichen Fortpflanzung

Eine Reihe von Fortpflanzungsstrukturen befinden sich außerhalb des Körpers des Weibchens. Dazu gehören die Brüste und die Vulva, die aus dem Mons pubis, der Klitoris, den großen Schamlippen, den kleinen Schamlippen und den Vestibulardrüsen besteht, die alle in Abbildung 43.10 dargestellt sind. Lage und Funktion der weiblichen Fortpflanzungsorgane sind in Tabelle 43.2 zusammengefasst. Die Vulva ist ein mit dem Vestibül verbundener Bereich, der die Strukturen umfasst, die in der Leistengegend (Leisten) von Frauen zu finden sind. Der Mons pubis ist ein runder, fettiger Bereich, der über der Schambeinfuge liegt. Die Klitoris ist eine Struktur mit Schwellkörper, die eine große Anzahl von Sinnesnerven enthält und als Stimulationsquelle beim Geschlechtsverkehr dient. Die großen Schamlippen sind ein Paar langgestreckter Gewebefalten, die vom Mons pubis posterior verlaufen und die anderen Bestandteile der Vulva umschließen. Die großen Schamlippen stammen aus dem gleichen Gewebe, das beim Mann den Hodensack bildet. Die kleinen Schamlippen sind dünne Gewebefalten, die sich zentral innerhalb der großen Schamlippen befinden. Diese Schamlippen schützen die Öffnungen zur Vagina und Harnröhre. Der Mons pubis und der vordere Teil der großen Schamlippen werden im Jugendalter mit Haaren bedeckt, die kleinen Schamlippen sind unbehaart. Die großen Vestibulardrüsen befinden sich an den Seiten der Vaginalöffnung und sorgen für die Schmierung beim Geschlechtsverkehr.

Organ Standort Funktion
Klitoris Extern Sinnesorgan
Mons pubis Extern Fettiger Bereich über dem Schambein
Schamlippen Extern Bedeckt die kleinen Schamlippen
Schamlippen Extern Deckt den Vorraum ab
Große Vestibulardrüsen Extern Schleim absondern schmiert die Vagina
Brüste Extern Milch produzieren und liefern
Eierstöcke Intern Eier tragen und entwickeln
Eileiter (Eileiter) Intern Ei in die Gebärmutter transportieren
Uterus Intern Unterstützen Sie die Entwicklung des Embryos
Vagina Intern Gemeinsamer Schlauch für Geschlechtsverkehr, Geburtskanal, Menstruationsfluss

Die Brüste bestehen aus Brustdrüsen und Fett. Die Größe der Brust wird durch die Menge an Fett bestimmt, die sich hinter der Drüse ablagert. Jede Drüse besteht aus 15 bis 25 Lappen, deren Kanäle sich an der Brustwarze entleeren und das stillende Kind mit nährstoff- und antikörperreicher Milch versorgen, um die Entwicklung zu unterstützen und das Kind zu schützen.

Zu den inneren weiblichen Fortpflanzungsstrukturen gehören Eierstöcke, Eileiter, der Uterus und die Vagina, wie in Abbildung 43.10 gezeigt. Das Eierstockpaar wird durch ein Bandsystem in der Bauchhöhle gehalten. Eierstöcke bestehen aus einer Medulla und einer Rinde: Die Medulla enthält Nerven und Blutgefäße, um die Rinde mit Nährstoffen zu versorgen und Abfallstoffe abzutransportieren. Die äußeren Zellschichten der Rinde sind die funktionellen Teile der Eierstöcke. Der Kortex besteht aus Follikelzellen, die Eier umgeben, die sich während der fetalen Entwicklung entwickeln in utero. Während der Menstruation entwickelt sich eine Reihe von Follikelzellen und bereitet die Eizellen auf die Freisetzung vor. Beim Eisprung platzt ein Follikel und ein Ei wird freigesetzt, wie in Abbildung 43.11a dargestellt.

Die Eileiter oder Eileiter erstrecken sich von der Gebärmutter in der unteren Bauchhöhle bis zu den Eierstöcken, haben jedoch keinen Kontakt mit den Eierstöcken. Die seitlichen Enden der Eileiter erweitern sich zu einer trompetenartigen Struktur und haben einen Rand fingerartiger Fortsätze, die Fimbrien genannt werden, wie in Abbildung 43.10b dargestellt. Wenn ein Ei beim Eisprung freigesetzt wird, helfen die Fimbraen dem unbeweglichen Ei, in die Röhre und den Uterus zu gelangen. Die Wände der Eileiter sind bewimpert und bestehen hauptsächlich aus glatter Muskulatur. Die Flimmerhärchen schlagen zur Mitte hin und die glatte Muskulatur zieht sich in die gleiche Richtung zusammen und bewegt das Ei in Richtung Gebärmutter. Die Befruchtung findet normalerweise in den Eileitern statt und der sich entwickelnde Embryo wird zur Entwicklung in die Gebärmutter bewegt. Normalerweise braucht das Ei oder der Embryo eine Woche, um durch den Eileiter zu wandern. Die Sterilisation bei Frauen wird als Tubenligatur bezeichnet und ist analog zu einer Vasektomie bei Männern, bei der die Eileiter durchtrennt und versiegelt werden.

Die Gebärmutter ist ein Gebilde von der Größe einer Frauenfaust. Diese ist mit einem Endometrium ausgekleidet, das reich an Blutgefäßen und Schleimdrüsen ist. Die Gebärmutter unterstützt den sich entwickelnden Embryo und Fötus während der Schwangerschaft. Der dickste Teil der Gebärmutterwand besteht aus glatter Muskulatur. Kontraktionen der glatten Muskulatur in der Gebärmutter helfen, das Baby während der Wehen durch die Vagina zu führen. Ein Teil der Gebärmutterschleimhaut löst sich während jeder Menstruation ab und baut sich dann zur Vorbereitung einer Implantation wieder auf. Ein Teil der Gebärmutter, der Gebärmutterhals genannt, ragt in die Spitze der Vagina. Der Gebärmutterhals fungiert als Geburtskanal.

Die Vagina ist ein Muskelschlauch, der mehreren Zwecken dient. Es ermöglicht dem Menstruationsfluss, den Körper zu verlassen. Es ist das Gefäß für den Penis beim Geschlechtsverkehr und das Gefäß für die Geburt der Nachkommen. Es ist von geschichteten Plattenepithelzellen ausgekleidet, um das darunter liegende Gewebe zu schützen.

Sexuelle Reaktion beim Geschlechtsverkehr

Die sexuelle Reaktion beim Menschen ist sowohl psychologisch als auch physiologisch. Beide Geschlechter erleben sexuelle Erregung durch psychische und physische Stimulation. Es gibt vier Phasen der sexuellen Reaktion. Während der Phase eins, die als Erregung bezeichnet wird, führt die Vasodilatation sowohl bei Männern als auch bei Frauen zu einer Gefäßkongestion im erektilen Gewebe. Brustwarzen, Klitoris, Schamlippen und Penis quellen mit Blut und werden vergrößert. Vaginalsekret wird freigesetzt, um die Vagina zu schmieren, um den Geschlechtsverkehr zu erleichtern. Während der zweiten Phase, dem sogenannten Plateau, wird die Stimulation fortgesetzt, das äußere Drittel der Vaginalwand vergrößert sich mit Blut, Atmung und Herzfrequenz nehmen zu.

In Phase 3, dem Orgasmus, kommt es bei beiden Geschlechtern zu rhythmischen, unwillkürlichen Muskelkontraktionen. Beim Mann verengen sich die reproduktiven akzessorischen Drüsen und Tubuli, indem der Samen in die Harnröhre eingebracht wird, dann zieht sich die Harnröhre zusammen und stößt den Samen durch den Penis aus. Bei Frauen ziehen sich die Gebärmutter- und Vaginalmuskulatur in Wellen zusammen, die jeweils etwas weniger als eine Sekunde dauern können. Während der vierten Phase oder Auflösung kehren sich die in den ersten drei Phasen beschriebenen Prozesse um und kehren in ihren Normalzustand zurück. Männer erleben eine Refraktärphase, in der sie für einen Zeitraum von Minuten bis Stunden keine Erektion oder Ejakulation aufrechterhalten können.

Gametogenese (Spermatogenese und Oogenese)

Die Gametogenese, die Produktion von Spermien und Eizellen, findet durch den Prozess der Meiose statt. Während der Meiose trennen zwei Zellteilungen die paarigen Chromosomen im Zellkern und trennen dann die Chromatiden, die in einem früheren Stadium des Lebenszyklus der Zelle gebildet wurden. Meiose produziert haploide Zellen mit der Hälfte jedes Chromosomenpaares, die normalerweise in diploiden Zellen zu finden sind. Die Produktion von Spermien wird als Spermatogenese bezeichnet und die Produktion von Eizellen wird als Oogenese bezeichnet.

Spermatogenese

Die in Abbildung 43.12 dargestellte Spermatogenese findet in der Wand der Samenkanälchen (Abbildung 43.8) statt, mit Stammzellen am Rand der Röhre und den Spermatozoen im Lumen der Röhre. Unmittelbar unter der Kapsel des Tubulus befinden sich diploide, undifferenzierte Zellen. Diese Stammzellen, Spermatogonien (Singular: Spermatagonium) genannt, durchlaufen eine Mitose, wobei sich ein Nachkommen in eine Samenzelle differenziert und das andere die nächste Generation von Spermien hervorbringt.

Die Meiose beginnt mit einer Zelle, die als primäre Spermatozyten bezeichnet wird. Am Ende der ersten meiotischen Teilung entsteht eine haploide Zelle, die als sekundäre Spermatozyten bezeichnet wird. Diese Zelle ist haploid und muss eine weitere meiotische Zellteilung durchlaufen. Die am Ende der Meiose produzierte Zelle wird Spermatide genannt und wenn sie das Lumen des Tubulus erreicht und ein Flagellum wächst, wird sie als Samenzelle bezeichnet. Aus jedem primären Spermatozyten, der die Meiose durchläuft, entstehen vier Spermien.

Stammzellen werden während der Schwangerschaft abgelagert und sind bei der Geburt bis zum Beginn der Adoleszenz vorhanden, jedoch in einem inaktiven Zustand. Im Jugendalter bewirken gonadotrope Hormone aus dem Hypophysenvorderlappen die Aktivierung dieser Zellen und die Produktion lebensfähiger Spermien. Dies setzt sich bis ins hohe Alter fort.

Link zum Lernen

Besuchen Sie diese Website, um den Prozess der Spermatogenese zu sehen.

Oogenese

Die in Abbildung 43.13 dargestellte Oogenese findet in den äußersten Schichten der Eierstöcke statt. Wie bei der Spermienproduktion beginnt die Oogenese mit einer Keimzelle, die als Oogonium (Plural: Oogonia) bezeichnet wird, aber diese Zelle durchläuft eine Mitose, um ihre Zahl zu erhöhen, was schließlich zu etwa einer bis zwei Millionen Zellen im Embryo führt.

Die Zelle, die die Meiose beginnt, wird als primäre Eizelle bezeichnet, wie in Abbildung 43.13 gezeigt. Diese Zelle startet die erste meiotische Teilung und wird in ihrem Fortschreiten in der ersten Prophase-Phase gestoppt. Zum Zeitpunkt der Geburt befinden sich alle zukünftigen Eizellen im Prophase-Stadium. In der Adoleszenz verursachen Hormone des Hypophysenvorderlappens die Entwicklung einer Reihe von Follikeln in einem Eierstock. Dies führt dazu, dass die primäre Eizelle die erste meiotische Teilung beendet. Die Zelle teilt sich ungleichmäßig, wobei der größte Teil des Zellmaterials und der Organellen in eine Zelle gelangt, die als sekundäre Eizelle bezeichnet wird, und nur ein Chromosomensatz und eine kleine Menge Zytoplasma in die andere Zelle gelangen. Diese zweite Zelle wird Polkörper genannt und stirbt normalerweise ab. Es kommt zu einem sekundären Meiosestillstand, diesmal im Stadium der Metaphase II. Beim Eisprung wird diese sekundäre Eizelle freigesetzt und wandert durch den Eileiter in Richtung Uterus. Wird die sekundäre Eizelle befruchtet, setzt die Zelle die Meiose II fort und produziert einen zweiten Polkörper und eine befruchtete Eizelle, die alle 46 Chromosomen eines Menschen enthält, von denen die Hälfte aus dem Spermium stammt.

Die Eiproduktion beginnt vor der Geburt, wird während der Meiose bis zur Pubertät gestoppt, und dann werden einzelne Zellen bei jedem Menstruationszyklus fortgesetzt. Bei jedem meiotischen Prozess wird ein Ei produziert, wobei die zusätzlichen Chromosomen und Chromatiden in die Polkörper gelangen, die degenerieren und vom Körper wieder aufgenommen werden.

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    • Autoren: Mary Ann Clark, Matthew Douglas, Jung Choi
    • Herausgeber/Website: OpenStax
    • Buchtitel: Biologie 2e
    • Erscheinungsdatum: 28.03.2018
    • Ort: Houston, Texas
    • Buch-URL: https://openstax.org/books/biology-2e/pages/1-introduction
    • Abschnitts-URL: https://openstax.org/books/biology-2e/pages/43-3-human-reproductive-anatomy-and-gametogenesis

    © 7. Januar 2021 OpenStax. Von OpenStax produzierte Lehrbuchinhalte sind unter einer Creative Commons Attribution License 4.0-Lizenz lizenziert. Der OpenStax-Name, das OpenStax-Logo, die OpenStax-Buchcover, der OpenStax CNX-Name und das OpenStax CNX-Logo unterliegen nicht der Creative Commons-Lizenz und dürfen ohne die vorherige und ausdrückliche schriftliche Zustimmung der Rice University nicht reproduziert werden.


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    Mehr als Biologie

    Im ersten Kapitel der Bibel erschafft Gott Himmel und Erde und füllt die Erde mit Lebewesen. Die Krone der Schöpfung ist Adam, oder der Mensch (die Menschheit). Und unter all den verschiedenen menschlichen Eigenschaften hebt Gott eines besonders hervor: männlich und weiblich.

    Genesis 1,27 vermittelt eine unbestreitbare Verbindung zwischen „dem Ebenbild Gottes“ und den ontologischen Kategorien von Mann und Frau. Dieser Vers besteht aus drei Gedichtzeilen, wobei die zweite und dritte Zeile parallel aufgebaut sind und eine Korrelation zwischen Gottes Bild und „männlich und weiblich“ vermitteln.

    Also hat Gott den Menschen nach seinem Ebenbild geschaffen,
    nach dem Bilde Gottes hat er ihn geschaffen
    männlich und weiblich erschuf er sie.

    Im Ebenbild Gottes geschaffen zu sein und männlich oder weiblich zu sein, ist wesentlich für das Menschsein. Geschlecht (männlich und weiblich) ist nicht einfach biologisch oder genetisch, genauso wie das Menschsein nicht einfach biologisch oder genetisch ist. Sex ist in erster Linie eine spirituelle und ontologische Realität, die von Gott geschaffen wurde. Männlich oder weiblich zu sein, kann nicht durch menschliche Hände verändert werden Geschlecht ist eine Kategorie von Gottes Werk – sein ursprünglicher und immerwährender Plan.

    So sehr jeder versuchen mag, diese Tatsache in seinem eigenen Körper zu ändern, das Beste, was man tun kann, ist, Körperteile künstlich zu entfernen oder zu vergrößern oder Arzneimittel zu verwenden, um die biologische und hormonelle Realität des eigenen Wesens als Mann oder Frau auf unnatürliche Weise zu unterdrücken . Mit anderen Worten, die Psychologie usurpiert die Biologie Was ich fühle, wird zu dem, was ich bin. Wenn wir diese physische und genetische Realität leugnen, lassen wir zu, dass die Erfahrung die Essenz und, was noch wichtiger ist, das Bild Gottes verdrängt.


    Ergebnisse

    Sex verändert den Einfluss von TH auf Körpergewicht, Nahrungs- und Wasserverbrauch, Körpertemperatur und Herzfrequenz bei Hyper- und Hypothyreose

    Männliche Mäuse zeigten unter euthyreoten und hyperthyreoten Bedingungen ein signifikant erhöhtes Körpergewicht (KG) im Vergleich zu weiblichen Mäusen (Abb. 2a, b). Bei euthyreoten Mäusen wurde der höchste ΔBW in Woche 9 beobachtet. m < 16,5 % und F <5,9 % (F (17,252) = 9.003, P < 0,0001 für Zeiteffekt und F (1,252) = 67.18, P < 0,0001 für Sexeffekt, Interaktion: F (17,252) = 4.065, P < 0,0001). In ähnlicher Weise wurde bei Mäusen mit Hyperthyreose der höchste ΔBW in Woche 9 beobachtet. m < 29,6 % vs F < 16,5 % (F (17,252) = 33.43, P < 0,0001 für Zeiteffekt und F (1,252) = 88.28, P < 0,0001 für Sexeffekt, Interaktion F (17,252) = 3.966, P < 0,0001). Im Gegensatz dazu verschwand der Geschlechtsunterschied bei der Körpergewichtszunahme bei Hypothyreose, außer zu gelegentlichen Zeitpunkten in den Wochen 3, 5 und 9 (höchstes ΔBW m

    0,7 % in Woche 9, F (17,252) = 2.055, P = 0,0093 für Zeiteffekt und F (1,252) = 52.98, P < 0,0001 für Sexeffekt ohne Interaktion F (17,252) = 1.614, P = 0,0605, Abb. 2c).

    Körpergewichtsänderung, Nahrungs- und Wasseraufnahme bei Euthyreose, T4 oder LoI/MMI/ClO4 − behandelte Mäuse. Zeitlicher Verlauf des durchschnittlichen Körpergewichts (KG) von männlichen und weiblichen Mäusen über einen Versuchszeitraum von 9 Wochen unter ein Steuerung, B T4, und C LoI/MMI/ClO4 − Behandlung. Die durchschnittliche Nahrungsaufnahme stand im Zusammenhang mit dem BW während des Experiments in D euthyreot, e Hyperthyreose und F Hypothyreose bei Mäusen beiderlei Geschlechts. Nach der Einlaufphase wurden die Mäuse auf eine jodarme Diät zur Induktion einer Hypothyreose oder auf eine Kontrolljoddiät vom gleichen Lieferanten zur Anpassung der Nahrungsaufnahme (euthyreoide und hyperthyreoide Gruppen) gesetzt. Pfeile den Behandlungsbeginn angeben. Der zeitliche Verlauf der durchschnittlichen Wasseraufnahme wurde über den Versuchszeitraum von 9 Wochen unter g Steuerung, h TH-Überschuss und ich TH-Entzug bei männlichen und weiblichen Mäusen. Die Daten werden als Mittelwert ± SD dargestellt, n = 8 animals/sex/treatment/time point two-way ANOVA followed by the Bonferroni post hoc analysis applied for time and sex effects, *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001 above graph represent multiple-testing results

    Euthyroid female mice consumed more food (m

    5 g/g BW*40 g) and water (m

    6 ml/g BW*40 g) than male mice (Fig. 2d, g food intake: F (8,126) = 61.77, P < 0.0001 for time effect and F (1,126) = 121.7, P < 0.0001 for sex effect, interaction: F (8,126) = 3.469, P = 0.0012 water intake: F (8,126) = 31.92, P < 0.0001 for time effect and F (1,126) = 385.3, P < 0.0001 for sex effect, interaction: F (8,126) = 3.342, P = 0.0017). T4 administration enhanced food (m

    6.5 g/g BW*40 g) and water intake (m

    7.5 ml/g BW*40 g) in both sexes, again significantly more pronounced in female mice (Fig. 2e, h food intake: F (8,126) = 11.56, P < 0.0001 for time effect and F (1,126) = 78.90, P < 0.0001 for sex effect, interaction: F (8,126) = 5.721, P < 0.0001, water intake: F (8,126) = 7.898, P < 0.0001 for time effect and F (1,126) = 90.29, P < 0.0001 for sex effect, interaction: F (8,126) = 3.170, P = 0.0026). Hypothyroidism abolished sex difference in food intake (m

    4.8 g/g BW*40 g, F (8,126) = 9.004, P < 0.0001 for time effect and F (1,126) = 15.25, P = 0.0002 for sex effect, interaction: F (8,126) = 9.393, P < 0.0001, Fig. 2f) and reversed sex difference in water consumption with female mice showing significantly less water intake (m

    4 ml/g BW*40 g, F (8,126) = 13.55, P < 0.0001 for time effect and F (1,126) = 90.96, P < 0.0001 for sex effect, interaction: F (8,126) = 34.92, P < 0.0001, Fig. 2i).

    Body temperature, measured by a rectal probe, was higher in euthyroid female compared to male mice (m

    38.2 °C, P < 0.05). This sex difference persisted during T4 administration (m

    38.8 °C, P < 0.05, F (1,28) = 21.23, P < 0.0001 for sex effect, F (1,28) = 16.50, P = 0.0004 for treatment effect and F (1,28) = 0.04857, P = 0.8272 for interaction) and LoI/MMI/ClO4 − treatment (m

    38.2 °C, P < 0.01, F (1,28) = 25.77, P < 0.0001 for sex effect, F (1,28) = 0.9667, P = 0.3339 for treatment effect, and F (1,28) = 0.7794, P = 0.3848 for interaction, Fig. 3a). Interestingly, a drop in body temperature was only observed in male but not female hypothyroid mice compared to euthyroid controls.

    Influence of sex and change of TH serum concentrations on body temperature and heart rate. ein Body temperature was assessed by rectal temperature measurements and B non-invasive ECG was performed on conscious mice of both sexes under euthyroid, hyperthyroid, and hypothyroid conditions. Data are presented as mean ± SD, n = 8 animals/sex/treatment two-way ANOVA followed by the Bonferroni post hoc analysis applied for treatment and sex effects, *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001 above bars represent multiple-testing results

    Non-invasive ECG measurements were performed to investigate the influence of TH on heart rate (HR). Euthyroid female animals showed higher HR than male mice (m

    738 bpm, P < 0.05). Sex difference in HR disappeared with TH excess (m

    782 bpm, F (1,28) = 5.837, P = 0.0225 for sex effect, F (1,28) = 32.65, P < 0.0001 for treatment effect, and F (1,28) = 1.306, P = 0.2628 for interaction) or deprivation (m

    577 bpm, F (1,28) = 5.586, P = 0.0253 for sex effect, F (1,28) = 227.2, P < 0.0001 for treatment effect, and F (1,28) = 1.099, P = 0.3034 for interaction, Fig. 3b).

    Male mice show pronounced impairment of muscle function and coordination while female mice exhibit increased activity under TH excess

    Muscle strength, tonus, and coordination of movements were examined by the chimney test. In general, female mice showed better performance in climbing up the tube than male mice (m

    7.4 s, Fig. 4a). Hyper- and hypothyroidism resulted in decrease of muscle strength and coordination in female, but even more strikingly in male mice (m

    27.11 s, P < 0.001, F (1,28) = 23.94, P < 0.0001 for sex effect, F (1,28) = 24.66, P < 0.0001 for treatment effect, and F (1,28) = 5.266, P = 0.0294 for interaction (hyper) and m

    9.97 s, P < 0.05, F (1,28) = 19.23, P = 0.0001 for sex effect, F (1,28) = 5.3, P = 0.029 for treatment effect, and F (1,28) = 3.923, P = 0.0575 for interaction (hypo)). Of note, performance in the chimney test was more impaired under TH excess than TH deprivation.

    Behavioural assessment of male and female mice under T4 excess or deprivation. The chimney test was used to ein examine muscle strength, tonus, and coordination of movements in male and female mice under euthyroid, hyperthyroid, or hypothyroid conditions. The open field was used to investigate activity and exploratory behaviour. B Total distance travelled was measured to assess activity, and C frequency of rearings was determined to assess exploratory behaviour. The rotarod test was used for an overall assessment of coordination and motor function in male and female mice before the start of treatment (training period) and under sham (D), T4 (e), or LoI/MMI/ClO4 − (F) treatment. Data are presented as mean ± SD, n = 8 animals/sex/treatment two-way ANOVA followed by the Bonferroni post hoc analysis applied for sex and treatment effects of einC and unpaired Student’s T test for sex effect of DF, *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001 represent multiple-testing or T test results

    To investigate changes in activity and exploration behavior, an open field test was used. Overall activity was measured by total distance travelled, while exploration was quantified by the frequency of rearing events. Control animals showed no sex difference in open field parameters. Interestingly, T4 excess resulted in increased activity and exploratory behaviour only in female mice (m Δ

    1243.2 cm, P < 0.001 and m Δ

    16.6 counts, P = 0.05), whereas LoI/MMI/ClO4 − treatment led to a decreased activity in male mice only (m Δ

    227.2 cm, P < 0.01, Fig. 4b, c). Sex effect under hyperthyroidism was not significant (F (1,28) = 3.164, P = 0.0861 for activity, F (1,28) = 0.6493, P = 0.4272 for exploratory behaviour), but treatment effect reached statistical significance (F (1,28) = 7.6, P = 0.0102 for activity and F (1,28) = 10.60, P = 0.0030 for exploratory behaviour). Their interaction was significant for activity (F (1,28) = 17.64, P = 0.0002), but not for exploratory behaviour (F (1,28) = 1.064, P = 0.3112). While under hypothyroidism, no sex effect was found (F (1,28) = 0.9943, P = 0.3272 for activity and F (1,28) = 0.8467, P = 0.3654 for exploratory behaviour), treatment effect was significant (F (1,28) = 12.86, P = 0.0013 for activity and F (1,28) = 9.231, P = 0.0051 for exploratory behaviour). Furthermore, we found an interaction between sex and treatment on exploratory behaviour (F (1,28) = 8.406, P = 0.0072), but not on activity (F (1,28) = 4.033, P = 0.0544).

    In contrast to these sex-specific modulations of TH impact on behaviour, no sex differences were noted for male and female mice on the rotarod test under eu-, hyper-, and hypothyroid conditions (Fig. 4d–f).

    Sex influences on serum thyroid function status in hyperthyroidism and liver function in hypothyroidism

    Serum TT4, fT4, and fT3 concentrations did not differ between euthyroid male and female mice (Fig. 5a–c). TSH serum concentrations of euthyroid male and female mice were 310 ± 170 mU/l and 290 ± 30 mU/l, respectively (±SEM, n = 4). T4 treatment resulted in marked sex differences in serum T4 and T3 status with 2.3-fold higher TT4 and fT4 concentrations in hyperthyroid females compared to male mice (Fig. 5a–c) and TSH concentrations below detection limit (<10 mU/l) in both sexes. LoI/MMI/ClO4 − treatment reduced TT4 concentrations below assay detection limit (<0.5 μg/dl) in both sexes (Fig. 5a–c) and increased TSH to 6830 ± 1070 mU/l and 7790 ± 1270 mU/l in male and female mice, respectively (±SEM, n = 4). Sex effects on TH serum parameters were observed for TT4 and fT4 under hyperthyroidism (TT4: F (1,28) = 20.50, P = 0.0001 fT4: F (1,28) = 10.80, P = 0.0027) but not for hypothyroidism (TT4: F (1,28) = 0.09858, fT4: P = 0.7559 F (1,28) = 0.2127, P = 0.6482) and not for fT3 (hyperthyroid: F (1,28) = 2.485, P = 0.1261 hypothyroid: F (1,28) = 0.1553, P = 0.6965). Treatment effects had an impact on TT4 concentrations (hyperthyroid: F (1,28) = 95.74, P < 0.0001 hypothyroid: F (1,28) = 165.8, P < 0.0001) and on fT4 and fT3 concentrations under hyperthyroidism (fT4: F (1,28) = 41.32, P < 0.0001 fT3: F (1,28) = 5.26, P < 0.0001). No treatment impact was observed under hypothyroidism for fT4 and fT3 (fT4: F (1,28) = 2.316, P = 0.1393 fT3: F (1,28) = 0.1645, P = 0.6882). Interaction of TH status and sex was found for TT4 and fT4 under hyperthyroidism (TT4: F (1,28) = 21.26, P < 0.0001 fT4: F (1,28) = 10.75, P = 0.0028) but not under hypothyroidism (TT4: F (1,28) = 0.1272, P = 0.7241 fT4: F (1,28) = 0.2350, P = 0.6316) and not for fT3 (hyperthyroid: F (1,28) = 3.658, P = 0.0661 hypothyroid: F (1,28) = 0.8460, P = 0.3656).

    Serum TH status in euthyroid controls, T4 or LoI/MMI/ClO4 − treated male and female mice. ein Total thyroxine (TT4), B free thyroxine (fT4), and C free triiodothyronine (fT3) concentrations were determined in sera by ELISA after 7 weeks of treatment. D Total cholesterol and e triglyceride serum concentrations were determined by ELISA at the end of experiment in sera of euthyroid, hyperthyroid, and hypothyroid mice of both sexes. Data are presented as mean ± SD, n = 8 animals/sex/treatment for TH concentrations, n = 4/sex/treatment animals for total cholesterol and triglyceride concentrations two-way ANOVA followed by the Bonferroni post hoc analysis applied for sex and treatment effects, *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001 above bars represent multiple-testing results

    To examine the influence of sex on TH-dependent liver function, liver parameters were analyzed in sera collected at the end of treatment. While no changes were found in aspartate aminotransferase, creatine kinase, cholinesterase, and albumin serum concentrations (data not shown), a marked sex difference was found for total cholesterol (CHO) and triglyceride (TG) concentrations. Male mice exhibited higher CHO concentrations compared to female mice in the euthyroid state, and hypothyroidism led to significantly larger increases in serum CHO concentrations in male compared to female mice (m Δ

    63.9 mg/dl). In contrast, T4 treatment decreased total CHO concentrations in both sexes (m Δ

    63.1 mg/dl). Thus, sex difference in serum CHO levels disappeared during TH excess (F (1,12) = 1.530, P = 0.2397), while deprivation led to an exaggeration (F (1,12) = 35.44, P < 0.0001) (Fig. 5d). The treatment effect (F (1,12) = 57.23, P < 0.0001 for hyperthyroidism and F (1,12) = 54.66, P < 0.0001 for hypothyroidism) was considered significant and interacted with the sex effect (F (1,12) = 3.799, P = 0.0075 for hyperthyroidism and F (1,12) = 16.96, P = 0.0014 for hypothyroidism). Serum TG concentrations were not different in euthyroid males and females, but increased in hyperthyroid female mice only (m Δ

    0.198 mg/ml, F (1,12) = 0.08541, P = 0.7751). However, a sex difference appeared by TH modulation and was exaggerated by LoI/MMI/ClO4 − treatment (m 0.288 mg/ml vs F 0.186 mg/ml, P < 0.05, F (1,12) = 15.77, P = 0.0019) (Fig. 5e). The treatment effect was considered significant for hyperthyroidism (F (1,12) = 20.98, P = 0.0006) and interacted with sex effect (F (1,12) = 10.23, P = 0.0076), but not for hypothyroidism (F (1,12) = 3.983, P = 0.0692 F (1,12) = 0.3958, P = 0.5410 for interaction).

    Evidence for a distinct impact of sex on cellular TH effects on gene expression in target organs brown adipose tissue, heart, and liver

    Expression of TH-responsive genes and TH transporters was studied by quantitative RT-PCR in BAT, heart, and liver of male and female mice under T4 excess, TH deprivation, and euthyroid conditions (Fig. 6a–i). A distinct and organ-specific pattern of sex variation in gene expression was observed. In brown adipose tissue, marked sex-specific alterations in Dio2 transcript levels were detected in hyperthyroid (upregulation in male, downregulation in female mice) and for Lat2 in hyper- and hypothyroid animals (Fig. 6a, b). Additionally, sex-dependent variation was found for expression of all investigated target genes and TH transporters in euthyroid mice (Fig. 6c). In contrast to this data, very little or no sex impact was found on target gene or TH transporter gene expression in heart neither in euthyroid controls nor in response to T4 or LoI/MMI/ClO4 − treatment (Fig. 6d–f). In fact, for most investigated genes, a distinctly higher expression was found in heart tissue of male mice irrespective of thyroid function status. In line with the contribution of liver and BAT to metabolic features of thyroid dysfunction, significant sex-specific alterations for, e.g., Dio1, Tbg, und Me1 as well as Mct10 und Lat1 expression were obvious with the manipulation of thyroid status (Fig. 6g–h), while livers of male and female euthyroid control mice showed little sex variation in target gene and TH transporter expression (Fig. 6i).

    TH effects in brown adipose tissue (BAT), heart, and liver of male and female mice. Fold changes of representative TH-responsive genes were measured by quantitative RT-PCR in ein BAT, D heart, and g liver tissue of hyperthyroid or hypothyroid mice of both sexes and normalized to tissue samples of euthyroid control mice. For BAT Dio2, Ucp1, und PGC1α expression for heart Dio2, Myh6, und Hcn4 expression and for liver Dio1, Tbg, und Me1 expression were quantified. Additionally, mRNA expression of TH transporter genes were analyzed in B BAT, e heart, and h liver. For BAT: Mct8, Mct10, Oatp3a1, Lat2, for heart: Mct8, Ntcp, Lat1, Lat2, and for liver: Mct8, Mct10, Lat1, Lat2. Furthermore, euthyroid sex comparison was analyzed in C BAT, F heart, and ich liver of all genes, and gene expression in female tissues was normalized to male samples. Data are presented as mean ± SD, n = 5–7 animals/sex/treatment unpaired Student’s T test, *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001 represent T test results


    Gender Probability: Male and Female Chromosomes

    There&rsquos about to be a baby boom! In this experiment, you&rsquoll draw marbles from two different cups to create a really big pretend family of boys and girls.

    How did you become a boy or a girl? It happened because of your chromosomes. Chromosomes are the instructions inside each of us. They give us our hair color, our eye color, and the other characteristics that our bodies have. They also determine whether we&rsquoll be born a boy or a girl.

    Men have sperm and women have eggs, or ova. When a sperm and an ovum combine, you get a zygote: a cell that is a combination of these two cells. This is the beginning of a new human life, and the moment that this happens is called fertilization.

    Ova all have X chromosomes. Half of the sperm have Y chromosomes and the other half have X chromosomes. Girls have two X chromosomes. If a sperm with an X chromosome fertilizes the ovum, the fetus will be female. Boys have an X and a Y chromosome. If a sperm with a Y chromosome fertilizes the ovum, the fetus will be male.

    Problem

    Find the probability of a baby's gender.

    Materials

    • Permanent Marker
    • Masking tape
    • 2 paper cups
    • 3 green marbles
    • 1 red marble
    • Friend

    Procedure

    1. Mark one cup &ldquoova&rdquo, and put 2 green marbles into that cup.
    2. Mark the other cup &ldquosperm&rdquo and put on green marble and one red marble into that cup.
    3. Make a table with the different options: two green (GIRL), one red and one green (BOY).
    4. Look away and choose one marble from each cup. What are the chances that it will be a boy or a girl? If you choose one marble from each container again and again, how many boys and how many girls will you get? Have your friend tally the results in the table, then put the marbles back into the cups.
    5. Do this 30 times. How many boys did you get? How many girls?

    Ergebnisse

    As your numbers increase, you&rsquoll get closer to having half girls and half boys. How close did you get?

    Since sperm are equally divided into X and Y chromosome sperm, the chances of having a boy or a girl should be equal. So why do some families have all girls or all boys?

    Each time a sperm meets an ovum, there is a 50% chance that it will make a boy and a 50% chance that it will make a girl. It doesn&rsquot matter what happened the time before that: each time an ovum is fertilized, this makes a new zygote that could be a boy or a girl.

    As numbers increase, the law of large numbers starts to become easy to see. If you take two or three families you know, they may not have equal numbers of boys and girls. However, if you take 200 random families, they will likely have an almost-equal number of girls and boys.

    Try this out, using families at your school or other community group as an example. Does the law of large numbers work?

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    Methods

    Moths

    Insects were obtained from laboratory cultures reared on a maize-wheat germ diet. Eggs or pupae from the different strains were obtained from: ECB Z, France (French National Institute for Agricultural Research (INRA), UE Entomologie, Poitou-Charentes, France) and Hungary (T Dekker, Swedish University of Agricultural Sciences (SLU), Alnarp, Sweden) ECB E, USA (WL Roelofs, Cornell University, Ithaca, USA) and Slovenia (T Dekker, SLU) ACB, China (CH Zhao, Academia Sinica). Males and females were separated before eclosion and placed in different climate chambers maintained at 23 ± 1°C in a 17-hour:7-hour light-dark photoperiod. Newly emerged adults were separated daily and considered to be 0-day-old.

    Mating experiments

    We compared the mating success of males in relation to age. To test this we defined three age classes (0-, 2-, 4-day-old males) and set up two experiments in which females were in the presence of either one or three males of each class. ECB Z males and females were placed together into a cylindrical container (1 litre) with a source of water 1 hour before the onset of scotophase. After the onset of scotophase and during the entire 7-hour scotophase, events in the mating enclosure were monitored at intervals of 15 minutes in order to check courtship behaviour and mating occurrence. In the first series of experiments, we subjected each female to a one-male choice test (n = 60 individuals for each of the three male classes, giving a total of 180 females), scoring the formation of mating pairs. For each age class we calculated the proportion of males accepted as mates (number of pairs observed/number of males tested). A χ 2 test was used to test the dependence of male mating success on age. In the second set of experiments, 60 females were permitted a choice between three males, one from each age class. Each male was anaesthetised and marked on the thorax using a paint marker pen and given a colour corresponding to his age class. Colours were rotated between trials and had no detectable effect on male mating success. For each mating pair observed (n = 47), we noted the age class of the male. The proportion of males accepted as mates for each age class was calculated as the number of males of a given class accepted as mates over the number of mating pairs observed. Again, a χ 2 test was used to test the dependence of male mating success on age. Equal numbers of 0-, 2- or 4-day old females were used in the experimental design of both experiments. The 95% confidence intervals of individual proportion were computed according to the method described by Newcombe [51] using the online tool available at Vassarstats [52].

    Identification of male ECB Z scent

    Volatiles were extracted by placing hairpencils in hexane and recovering the solvent after 1 hour at room temperature. The samples were analysed on a GC (Hewlett-Packard 5890) connected to a MS (Hewlett-Packard 5972, EI 70 eV). A HP-1MS column (methyl siloxane, 30 × 0.25 mm, df = 0.25 μm, Agilent Technologies) was used and the oven temperature was maintained at 50°C for 2 minutes and then programmed at 10°C per minute to 250°C kept for 10 minutes (carrier gas helium, velocity 30 cm/second). The compounds were identified by comparison of their spectra with standard mass spectra and retention times. Confirmation of double bond position was obtained by DMDS derivatisation and subsequent GC-MS analysis [53].

    Behavioural assay

    In a one-male choice assay, we exposed females to 4-day-old males from which hairpencils had been ablated surgically on the day preceding the experiments. In order to facilitate hairpencil ablation, males were anaesthetised with carbon dioxide. Hairpencils were extruded by applying gentle pressure on the abdomen and trimmed with fine forceps to remove as much as possible. The same procedure was used on the sham-operated males with no removal of the hairpencils. The assays were conducted in a chamber consisting of a glass cylinder (13 cm diameter × 25 cm height) with steel screening covering the open ends. Airflow was generated by placing the arena in a wind tunnel together with the addition of a small fan. First, one calling female moth (0- to 4-day-old) with the pheromone gland exposed was introduced into the arena and placed upwind from the males. Single 4-day-old virgin males were then added downwind. Each male was given 10 minutes to mate successfully with the female. Odour replacements were made by introducing an odour source (filter paper) upwind from the female while the male was courting. The odour source was loaded with either 4-day-old male hairpencil extract (one male equivalent) or a synthetic blend mimicking the odour of those males. The synthetic mimic consisted of a blend of 20% Z9-16:OAc, 15% Z11-16:OAc, 53.5% 16:OAc and 11.5% Z14-16:OAc corresponding to 4/3/11/2 ng of individual compound in 20 μl of hexane. Positive and negative controls consisted of sham-operated males and operated males plus a filter paper with the solvent alone applied on to it. The trial was ended either when successful coupling was observed (the male was considered 'accepted as mate') or at the end of the allotted time. Each treatment was tested using 25 males. All the males included in the statistical analysis displayed and attempted to copulate with females. The proportions of males accepted as a mate in individual treatments were compared using z-tests (α = 0.05).

    Composition of male scent in relation to age and taxa

    To characterise hairpencil pheromone titre and composition in relation to age (ECB Z) and taxa (ECB Z and E and ACB), hairpencil volatiles were extracted in heptane containing a known amount of pentadecanyl acetate chosen as internal standard. Samples were analysed on a GC (Hewlett-Packard 5890) equipped with a flame ionisation detector. A HP-1MS column was used and the oven temperature was maintained at 80°C for 2 minutes and then programmed at 10°C per minute to 250°C kept for 10 minutes (carrier gas helium, velocity 60 cm/second).

    Statistical analyses

    All statistical tests were carried out in SPSS 16 software with the exception of the multivariate analysis of variation in pheromone components (absolute amounts in ng) of ECB Z and E and ACB males performed by canonical discriminant function analysis using JMP 7 software.

    Precursor analysis

    Fatty acid methyl ester extracts were prepared by base methanolysis. Total lipid extraction was performed by immersing ECB Z male abdominal tips in 100 μl of chloroform:methanol (2:1 v/v). After 1 hour, the tissues were removed and a gentle stream of nitrogen was applied to evaporate the solvent. Conversion of fatty acyl moieties to methyl esters was made by treating the samples with 100 μl of potassium hydroxide (0.5 M in methanol). The reaction was ended after 1 hour by the addition of 100 μl of hydrochloric acid (1.0 M in water). The fatty acyl methyl esters were recovered in hexane and the samples subsequently analysed by GC-MS. Double bond positions were confirmed by DMDS derivatisation.

    Collection of insect tissue and RNA extraction

    Male abdominal tips were carefully dissected from 0-, 2- and 4-day-old virgin male moths and stored at -80°C. Pheromone glands and abdomens from 0-day-old virgin female moths were dissected and stored similarly. Total RNA was isolated and purified from dissected tissues using the TRIzol reagent (Invitrogen) according to the manufacturer's recommended procedures.

    Cloning and sequence analysis of Δ14- and Δ11-desaturases from male and female

    Based on the publicly available sequence information (Δ11: AF441221 Δ14: AF441220), specific primers were designed to obtain sequence information corresponding to the Δ14- and Δ11-desaturases expressed in male and female O. nubilalis Z (primer sequences reported in Table 1).

    Total RNA (100 ng) was used to amplify a fragment corresponding to the ORF of the Δ14-desaturase gene. Two primers (Δ14-ORF-s plus Δ14-ORF-as) were used with the Superscript III One-Step RT-PCR kit (Invitrogen) following the manufacturer's instructions. Amplification products were analysed by electrophoresis on agarose gel. An amplification product of around 1250 base pairs was excised from the gel, purified using the Qiagen gel extraction kit (Qiagen) and cloned using TOPO TA cloning kit with PCR2.1-TOPO vector and One Shot TOP10 chemically competent Escherichia coli (Invitrogen) for sequencing. Subsequently, primers were designed to obtain 5'- and 3'-ends by rapid amplification of cDNA ends (Δ14-5'RACE and Δ14-3'RACE, respectively). We used the SMART RACE cDNA amplification kit (Clontech) following the manufacturer's protocol. The coding sequences were deduced with the sequencing result of the 5'-end, central region and 3'-end.

    For the Δ11-desaturase, two primers were designed to generate overlapping amplification products by rapid amplification of cDNA ends (Δ11-5'RACE for the 5'-region and Δ11-3'RACE for the 3'-region). The coding sequences were deduced with the sequencing result of the 5'- and 3'-ends.

    RT-PCR

    Total RNAs (50 ng) were used to amplify fragments of the Δ14- and Δ11-desaturase genes using the Superscript III One-Step RT-PCR kit (Invitrogen) following the manufacturer's instructions. The gene-specific primer sets used were Δ11-RT-s and Δ11-5'RACE for Δ11, Δ14-ORF-s and Δ14-5'RACE for Δ14. PCR products were analysed on a 1% agarose gel and visualised with ethidium bromide.


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