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5: Bakterieller Stoffwechsel - Biologie

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Bio 440: Stoffwechsel/Energiefluss Kapitel 5 Tortora

Einführung: Energiefluss

1. Hauptenergiequelle für die Erde = Sonnenlicht!

-Lichtenergie der Sonne, die von Photoautotrophen (Cyanobakterien, Grünpflanzen) in chemische Energie umgewandelt wird

-wörtlich "Selbstfresser"

-Licht= Energiequelle; CO2 = Kohlenstoffquelle

-Photosynthese:

6CO2 + 6H2O + Lichtenergie>>>> C6h12Ö6+ 6O2

Chlorophyll ein Glucose-Sauerstoff für Aerobier

2. Die von Photoautotrophen produzierten organischen Moleküle sind essentiell für das Überleben von Chemoheterotrophen, Organismen, die vorgeformte organische Moleküle als Kohlenstoff- und Energiequelle benötigten (wie wir).

- Aerobe Organismen (ex-Menschen) können Glukose als Kohlenstoff- und Energiequelle in einem Prozess verwenden, der als aerobe Atmung bezeichnet wird (die „entgegengesetzte“ Reaktion der Photosynthese).

- Glukose C6h12Ö6+ 6O2 >>> 6CO2+ 6H2O + viel Energie!

-andere Organismen, die keine aerobe Atmung durchführen können, können den anaeroben Stoffwechsel, beispielsweise die Fermentation, nutzen, um Energie aus Glukose freizusetzen

Glukose-> Gärprodukte (Säuren, Alkohole) + etwas Energie

3. Photoheterotrophe und Chemoautotrophen

Photoautotrophe

Chemoheterotrophe

Chlorophyll oder andere photosynthetische Pigmente haben

fehlt Chlorophyll und andere PS-Pigmente

1. Grünpflanzen

1. Mensch/Tiere

2. Cyanobakterien

2. Pilze

3. „andere „photosynthetische Bakterien“

3."Protozoen" (sorry!)

4. nicht-photosynthetische Bakterien, alle bakteriellen Krankheitserreger

I. Stoffwechsel

(nach Dr. L. Heffernan CSU Sacramento)

A. Stoffwechsel: alle chemischen Reaktionen in der Zelle, sowohl katabole als auch anabole Reaktionen.

1. Katabolische Reaktionen: Abbaureaktionen, große Stoffe werden unter Energiefreisetzung in kleinere Stoffe zerlegt

A. Ein Teil der Energie wird in ATP/anderen hochenergetischen Molekülen/Protonengradienten eingefangen; Zelle benötigt Energie für Biosynthese (Anabolismus), Motilität, aktiven Transport.

B. Kleinere Substanzen können als Bausteine ​​in anabolen Reaktionen verwendet werden

2. Anabole Reaktionen: biosynthetische Reaktionen, kleinere Substanzen werden mit Nettoenergieeintrag (ATP aus katabolen Reaktionen) zusammengefügt, um größere Substanzen für den Zellaufbau/Produkte zu synthetisieren.

3. ATP=Adenosintriphosphat verknüpft anabole und katabole Reaktionen

B. Energieaufnahme über Elektronentransfer

1. Elektronen tragen Energie und können Energie von einem Molekül auf ein anderes übertragen

2. Elektronen können als „nackte“ Elektronen oder als Teil von Wasserstoffatomen übertragen werden

(H= H+ + Elektron), daher repräsentiert der Wasserstoffatomtransfer einen Elektronentransfer.

3. Der Elektronentransfer ist an der ATP-Synthese beteiligt

C. Arten des Elektronentransfers

1.Oxidation: Abgabe von Elektronen an einen Elektronenakzeptor

2. Reduktion: Elektronenaufnahme von einem Elektronendonor

3. Redoxreaktionen: Ein Stoff verliert Elektronen und ein anderer nimmt diese Elektronen auf

A. Elektronen verlierende Substanz wird oxidiert und wird als Elektronendonor oder Reduktionsmittel bezeichnet

B. Elektronen aufnehmende Substanz wird reduziert und wird als Elektronenakzeptor oder Oxidationsmittel bezeichnet

C. Beispiel Redoxreaktion: vollständige Oxidation von Glucose durch Glykolyse und aerobe Atmung. Glucose wird oxidiert und wirkt als Reduktionsmittel. O2 wird reduziert und wirkt als Oxidationsmittel. Elektronen aus Glukose werden schließlich an O2 abgegeben.

Oxidation---->

C6h12Ö6+ 6O2----> 6CO2+ 6H2O + Energie (Wärme+ATP+Protonengradient)

Reduzierung ------->

4. Redoxreaktion mit Elektronen/H-Trägern NAD+ und FAD (Coenzyme): Nicotinamidadenindinukleotid und Flavinadenindinukleotid

A. NAD+ kann zusätzliches Wasserstoffatom und Elektron tragen: NAD+ + 2H -> NADH + H+

B. FAD kann 2 H-Atome tragen: FAD + 2H--> FADH2

C. NADH und FADH2 transportieren hochenergetische Elektronen zur Elektronentransportkette in der bakteriellen Zellmembran (oder der inneren mitochondrialen Membran bei Eukaryoten)

D. Stoffwechselreaktionen in Zellen erfordern

1. Stoffwechselreaktionen in Zellen laufen zu langsam ab, um das Leben zu erhalten

2. Eine Erhöhung der Temperatur zur Erhöhung der Reaktionsgeschwindigkeit würde Zellen töten (Denaturierungsproteine ​​/ DNA)

3. Daher haben alle Zellen Proteinkatalysatoren, die Enzyme genannt werden, um die Reaktionsgeschwindigkeit zu erhöhen

A. Katalysatoren: Stoffe, die die Aktivierungsenergie chemischer Reaktionen senken

-Aktivierungsenergie: Energie, die benötigt wird, um chemische Reaktionen zu starten

-siehe Board/Text/Ppt-Diagramme

katabole Reaktion

Energie

___________________________

Reaktionsverlauf

E. Enzymstruktur und -funktion

1. Enzyme sind Proteinkatalysatoren, die aus spezifischen Aminosäuresequenzen bestehen, die die Faltung und die dreidimensionale Form / funktionelle Form bestimmen

A. Faltung erzeugt ein aktives Zentrum, an dem das Enzym sein spezifisches Substrat bindet

B. Substrat: die Substanz, die das Enzym bindet und „verändert“

C. „Schloss und Schlüssel“ vs. „induzierte Anpassung“ des Substrats in das aktive Zentrum des Enzyms

D. Enzym (E) und Substrat (S) binden und bilden Enzym:Substrat-Komplexe; Substratbindungen werden umgelagert, Produkt (P) wird gebildet. Das Produkt wird aus dem aktiven Zentrum des Enzyms freigesetzt.

E + S --> E:S --> E + P

e. Enzym wird nicht „verbraucht“ und kann immer wieder verwendet werden

2. Enzyme sind Proteine ​​und können denaturiert werden; Verlust der 3-D-Form = Funktionsverlust (Wärme, pH usw.)

3. Enzyme sind substratspezifisch. Enzyme katalysieren im Allgemeinen nur eine einzige Reaktion, wirken auf ein einzelnes Substrat oder eng verwandte Substrate (bestimmt durch Form, Größe und Ladungsverteilung des Substrats und die Fähigkeit, in das aktive Zentrum zu passen)

4. Enzyme nach Funktion klassifiziert. Beispiele:

Isomerasen Aldehyd <-> Ketongruppe

Dehydrogenase oder Reduktase: Entfernung und Übertragung von Elektronen von einer Substanz auf eine andere. Einige benötigen Coenzyme: ex NAD+ und FAD wirken als Elektronen/H-Träger

Transferase: überträgt eine Seitenkette

Kinase: eine Phosphotransferase, überträgt die Phosphatgruppe von ATP auf ein anderes Molekül ATP + R --> ADP + R-P

5. Enzymsuffix „-ase“; benannt nach Substrat und Funktion z. Glucose-6-Phosphat-Dehydrogenase = Enzym, das dehydriert, Wasserstoff entfernt, aus Glucose-6-Phosphat

6. Enzymhemmung: kompetitive vs. nicht-kompetitive Hemmung/allosterische Kontrolle.

-Feedback oder Endprodukthemmung.

- antimikrobielle Enzyminhibitoren: z.B.

A. Beta-Lactam-Antibiotika: irreversible kompetitive Inhibitoren bakterieller Transpeptidasen

B. -Fluorchinolone und bakterielle Gyrase

C. -Trimethorpim-Sulfa (z.B. Bactrim)-Kombinationen als sequentielle kompetitive Inhibitoren von Folsäuresyntheseenzymen

-Folsäure-> Coenzym für die Nukleinsäuresynthese erforderlich

F. Stoffwechselwege: Reihe chemischer Reaktionen, bei denen das Produkt der ersten Reaktion Substrat für den nachfolgenden enzymkatalysierten Schritt ist

1. Jeder Schritt in einem Stoffwechselweg erfordert ein bestimmtes Enzym

Enzyme a b c d

Weg A---->B--->C--->D--->E (Endprodukt)

Substrate/Zwischenprodukte

2. Wenn ein Enzym im Stoffwechselweg fehlt oder defekt ist, kann die Zelle kein Endprodukt des Stoffwechselwegs bilden

noch irgendwelche Zwischenprodukte „stromabwärts“ von fehlendem Enzym

G. Coenzyme und Cofaktoren: Substanzen, die von einigen Enzymen für die volle Aktivität benötigt werden

1. Enzym ohne Cofaktor/Coenzym = Apoenzym; mit Cofaktor/Coenzym=Holoenzym

2. Coenzyme: organische Moleküle (NAD+, FAD, Cytochrome), die lose mit Enzymen assoziiert sind. Häufig gebildet aus Vitaminen ex Niacin -> NAD+ Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid. NAD+ ist in vielen Redoxreaktionen wichtig. NAD+ (niedrige Energie) +2H--> NADH (hohe Energie) + H+

3. Cofaktoren: anorganisch ex Magnesium, Calcium, Zink. Verbessern Sie häufig die Passform des Substrats für a.s.

H. Stoffwechselprozesse von Chemoheterotrophen: Energiequelle=Oxidation organischer Substanzen, Kohlenstoffquelle=vorgeformte organische Moleküle

1. die meisten Bakterien, alle Krankheitserreger

2. Stoffwechselprozesse: Glykolyse, Fermentation, aerobe/anaerobe Atmung

3. Glykolyse: Oxidation von Glucose zu Brenztraubensäure mit ATP-Synthese (über Phosphorylierung auf Substratebene); kein O2 erforderlich, kein CO2 erzeugt, NAD+ ist Elektronenakzeptor; ineffiziente Aufnahme von Glukoseenergie in ATP. Pyruvat-Endprodukt noch energiereich.

4. Fermentation: anaerober Prozess, Umwandlung von Brenztraubensäure/Pyruvat in (reduzierte) Säuren, Alkohole, Gas; „interne“, organische Moleküle wirken als finale/terminale Elektronenakzeptoren.

-Geringe Effizienz der Energieaufnahme in ATP aus Glukose.

5. Aerobe Atmung: Glykolyse und vollständige Oxidation von Brenztraubensäure zu CO2 und H2O in Gegenwart von O2. Ö2 ist der letzte Elektronenakzeptor (extern, anorganisch). Fängt eine große Menge an Glucoseenergie in ATP über die Bildung von Protonengradienten und ATP-Synthase = Chemiosmose ein.

6. Anaerobe Atmung

7. Anaerobe Prozesse: Glykolyse, Fermentation, anaerobe Atmung

8. Aerobe Prozesse: aerobe Atmung

II. Kohlenhydratstoffwechsel und Energieproduktion bei Chemoheterotrophen

A. Die Oxidation (Entfernung von Elektronen) von Glucose (einem reduzierten Molekül) setzt Energie frei, die für die ATP-Synthese und die Bildung von Ionengradienten verwendet werden kann. Diese Quellen potentieller Energie werden dann verwendet, um zelluläre „Arbeit“ zu verrichten, zum Beispiel Biosynthese/Anabolismus, aktiver Transport, Motilität.

1. Chemoheterotrophe abbauen (abbauen) Kohlenhydrate durch Glykolyse, Fermentation und aerobe Atmung. Prokaryoten können auch anaerobe Atmung durchführen

B. Glykolyse: erster Schritt zur Energiefreisetzung (Embden-Meyerhof-Weg)

1. Griechisch: „glyco“=süß „Lyse“=Auflösung „Zuckerbrechen“

2. Ein Molekül Glukose „aufgebrochen“ in 2 Moleküle Pyruvat (mit ATP-Synthese)

3. Glucose wird zuerst über die Zellmembran in die Zelle transportiert

A. bei „Enterika“ (Enterobacteriaceae, umfasst E. coli und Cousins) durch Gruppentranslokation das Phosphoenoltransferase (PEP)-System. Glucose wird beim Durchqueren der Zellmembran phosphoryliert.

B. Wenn Glukose beim Durchqueren der Zellmembran nicht phosphoryliert wird, interagiert sie mit Hexokinase und ATP, um Glukose-6-P . zu bilden

C. Die Zellmembran ist für die meisten phosphorylierten Verbindungen sehr undurchlässig, sodass Zuckerphosphate in der Zelle eingeschlossen werden.

4. Durch mehrere Schritte (10 Schritte mit 10 Enzymen im Zytoplasma) wird Glucose in 2 Moleküle Pyruvat umgewandelt. Nein2 erforderlich (anaerober Prozess; kann in Gegenwart von O . ablaufen2).

Siehe Board /Ppt-Diagramme

2ATP 2 Pi 2ADP

10 enzymkatalysierte Schritte

Glucose->--->---->----->---->-----> 2 x Pyruvat + 4 ATP (über Phosphorylierung auf Substratebene)

6C 3C

2NAD+ 2NADH + H+

(andere Zucker können in den Stoffwechselweg eintreten)

5. Nettogewinn aus einem Molekül Glukose durch Glykolyse:

2 (NADH + H+)

2 ATP

2 Pyruvat (immer noch hochenergetisches Molekül)

6. Glykolyse: Oxidation von Glucose (Entzug von Elektronen) zu Pyruvat (2 Moleküle) mit Synthese von ATP (über Phosphorylierung auf Substratebene) und Reduktion von NAD+ zu NADH.

7. Phosphorylierung auf Substratebene: Beispiele

A. Von ATP auf das Glykolyse-Zwischenprodukt übertragenes Phosphat

B. Zytoplasmatische Phosphate werden während der Oxidation auf Zwischenprodukte übertragen

C. Transfer von hochenergetischem Phosphat vom Zwischenprodukt zu ADP, das ATP bildet.

Fermentation: Pasteurs „Leben ohne Luft“. Oxidiert NADH, das während der Glykolyse entsteht

1. Als sich das erste Leben auf der Erde entwickelte, war die Atmosphäre anaerob (kein O2)

2. Glykolyse könnte kleine Mengen ATP . produzieren

3. Problem: Die Glykolyse erfordert oxidiertes NAD+. Während der Glykolyse wird NAD+ zu NADH reduziert. Wenn die Zelle das gesamte NAD+ verbraucht, stoppt die Glykolyse; keine Energie produziert, Zelle kann sterben.

4. Lösung: Verwenden Sie ein internes organisches Molekül, um Elektronen von NADH aufzunehmen, um oxidiertes NAD+ zu regenerieren.

5. Zwei Fermentationsdefinitionen:

A. anaerober Metabolismus von Pyruvat, das bei der Glykolyse entsteht

B. Oxidationswege, bei denen organische Verbindungen sowohl als Elektronenakzeptoren als auch als Elektronendonatoren dienen. In Abwesenheit eines (externen) Elektronenakzeptors wird Energie aus Zuckern oder anderen organischen Molekülen freigesetzt.

6. Viele verschiedene Fermentationswege, an denen verschiedene Enzyme beteiligt sind, was zu verschiedenen Endprodukten führt.

A. Namen von Fermentationswegen häufig basierend auf Endprodukten.

B. Normalerweise verfügt ein Organismus nur über Enzyme für einen Stoffwechselweg. ex Milchsäurebakterien, Propionsäurebakterien, Hefe (alkoholische Gärung)

C. Beispiele für verschiedene Fermentationswege Endprodukte Glucose (oder andere Zucker) siehe Text oder Powerpoint-Diagramme Glykolyse Milchsäure Homomilchsäure Ferm

etwas Strept., Pyruvat-----Buttersäure-Butylgärung-> Buttersäure, Butanol,

Lactobacillus Isopropanol, Ethanol, CO2

Clostridium tetani, Botulinum

Ethanol, CO2, alkoholische ferm

Hefe aus Saccharomyces

Brot, Wein, Treibstoff

Butandiol-Fermentation

Butylenglykol, CO2 (VP-Test)

Mischsäuregärung Propionsäuregärung Klebsiella pneumonia

Essig-, Bernstein-, Milchsäure Enterobacter aerogenes

Ethanol, CO2 Propionsäure, Essigsäure, CO2, H2

E. coli, Salmonellen, Shigella Propionibacterium (Akne, Schweizer Käse)

Proteus, Yersinien

7. Milchsäuregärung: (Milchsäurebakterien ex Streptococcus. Lactobacillus) siehe Tafel- oder Textdiagramme

Glucose

NADH NAD+

Pyruvat ------------------> Milchsäure

Lactatdehydrogenase

8. Alkoholische Gärung: (aus Hefe, Saccharomyces-Arten) siehe Tafel- oder Textdiagramme

Glucose 6C ------------------> Pyruvat 3C

2 NAD+ 2 NADH ------> 2 CO2 2NAD+ 2 Ethanol 2C

9. Zwischenprodukte/Endprodukte der Fermentation können nachgewiesen und zur Identifizierung des spezifischen Organismus verwendet werden (Diagnostik, „biochemische Tests“ werden wir im Labor verwenden)

10. Probleme mit der Gärung

A. energiereiche Abfallprodukte (viel Energie wird noch in den Endprodukten gespeichert)

B. Endprodukte häufig giftig (Säuren, Alkohole)

C. Lösung: Atmung....

Atmung : siehe Text-/ppt-Diagramme

I. Erstes Schicksal von Pyruvat: Gärung

II. Zweites Schicksal von Pyruvat: Atmung

A. Atmung: Nutzung der Elektronentransportkette (ETC) in oxidativen Prozessen (aerob & anaerob)

B. Aerobe Atmung: Vollständige Oxidation von Glucose zu CO2 und H2O mit Synthese von ATP (sowohl Substratebene als auch oxidative Phosphorylierung über chemiosmotischen Mechanismus). Ö2 fungiert als terminaler Elektronenakzeptor von ETC. Erhöht die Menge an synthetisiertem ATP pro Glukosemolekül erheblich

1. Fermentation = 2 ATP/Glukose vs. aerobe Atmung = ca. 38 ATP/Glukose

C. Geschichte: anaerobe Atmosphäre der frühen Erdatmosphäre.

1. Evolution von Porphyrinringen --> Evolution von Chlorophyllmolekülen und Cytochromen

-früheste Photosynthese durch Bakterien = „anoxygene Photosynthese“; kein O2 befreit von lila und grünen photosynthetischen Bakterien, verwenden Sie Bakteriochlorophylle

2. Chlorophyllmoleküle ermöglichten die Entwicklung der sauerstoffhaltigen Photosynthese durch primitive Cyanobakterien

6CO2+ 6H2O--Licht/Chlorophyll--> C6h12Ö6+ 6 O2

-Anstieg des O2-Gehalts in der Atmosphäre, wodurch eine aerobe Umgebung entsteht

3. Evolution von Cytochromen --> Elektronentransportketten (ETC)

- Entwicklung der anaeroben Atmung (andere Moleküle als O2 werden als terminale Elektronenakzeptoren ex Nitrat verwendet

- USW + O2--> Evolution aerobe Atmung O2 als terminaler Elektronenakzeptor verwendet

D. Tricarbonsäure-Zyklus = Krebs-Zyklus = Zitronensäure-Zyklus. Hauptweg der ATP-Erzeugung in aeroben Organismen. Feige ___

-Pyruvat/Acetyl-CoA wird zyklisch oxidiert und erzeugt NADH und FADH2

1. Enzyme im Zytoplasma

2. Evolution: Der erste Teil des Zyklus (durch Alpha-Ketoglutarat) hat sich wahrscheinlich entwickelt, bevor O2 in der Atmosphäre vorhanden war. Coenzym A ist ein uraltes Molekül, ein Ribonukleotid (möglicherweise spiegelt es die antike Welt wider, als man dachte, dass RNA-Moleküle als biologische Katalysatoren fungieren = „Ribozyme“ = RNA-Katalysatoren)

3. Selbst strenge Anaerobier haben die meisten Enzyme des TCA-Zyklus; Zwischenprodukte, die in der Biosynthese verwendet werden.

4. Pyruvat-Dehydrogenase-Komplex (PDC): oxidative Decarboxylierung von Pyruvat unter Zugabe von CoA; irreversibler Zusammenhang zwischen Glykolyse und TCA. –siehe Text/Ppt-Diagramme

NAD+ PDC NADH

(x2 pro Glukose) Pyruvat ------------------------------>Acetyl-CoA + CO2

3C Coenzym A 2C

5. Acetyl-CoA (2C) tritt in den TCA-Zyklus ein, indem es sich mit Oxalessigsäure (4C) verbindet und Citrat (6C) bildet (siehe Diagramm)

A. bei jeder „Umdrehung“ des Zyklus werden 2 Kohlenstoffe als CO . freigesetzt2

B. Oxalessigsäure (4C) regeneriert, die sich mit einem anderen Acetyl-CoA(Zyklus) verbinden kann

-siehe Text/Ppt-Diagramme

Acetyl-CoA

NADH-Oxalacetatcitrat

NAD+ NAD+

FADH2 CO2

FAD NADH

CO2

ADP GTP NAD+

BIP NADH

ATP

6. Zusammenfassung des Krebszyklus

A. pro Runde: 3NAD+ werden auf 3 reduziert (NADH + H+)

1 FAD reduziert auf FADH2

1 ATP synthetisiert (Substrat-Level-Phosphorylierung über GTP)

2 freigesetztes CO2 (Endprodukt der aeroben Atmung)

D. pro Glukosemolekül „dreht“ sich der TCA-Zyklus zweimal

7. Jedes NADH generiert 3 ATP über ETC; jeder FADH2 generiert 2 ATP über ETC

8. TCA-Zwischenprodukte werden für die Biosynthese verwendet: alpha-Ketoglutarat -> Aminosäuren;

Succinyl-CoA -> Porphyrin-Synthese; Oxalacetat->Aminosäuren

E. Elektronentransportkette, Atmung, Chemiosmose und ATP-Synthese

1. Elektronenüberträger in der Zellmembran von Prokaryoten und in der inneren Mitochondrienmembran von Eukaryoten

A. Cytochrome: Proteine ​​mit Porphyrinringen mit Eisen=Häm: Fe3+ + Elektron<-> Fe2+

-verschiedene Typen ex a1, a2, b1, c

-einige Organismen können Hämringe aus Streptococcus nicht synthetisieren

B. Schwefelproteine ​​ex ferrodoxin

C. fettlösliche Chinone; Coenzym Q

2. 2 Funktionen von ETC:

A. um Elektronen von e-Donoren aufzunehmen und auf e-Akzeptoren zu übertragen

B. Verwenden Sie die durch den Elektronentransfer freigesetzte Energie, um einen Protonengradienten über die Membran zu erzeugen (Quelle für potenzielle Energie) „Protonenantriebskraft“

C. einige Träger akzeptieren H-Atome (H+ + Elektron); andere akzeptieren nur Elektronen. Ergebnis: H+ wird durch die Membran „gepumpt“, wodurch ein Protonengradient entsteht

3. aerobe Atmung: terminaler Elektronenakzeptor = externes, anorganisches O2

2 e- + 2H+ +1/2 O2=H2O (Endprodukt der aeroben Atmung)

4. Chemiosmose: Protonengradient über die Membran, die verwendet wird, um zelluläre Arbeit durchzuführen; ex verwendet, um die ATP-Synthese über die ATP-Synthase in der Membran zu steuern Abb ___

A. Während Protonen durch die ATP-Synthase durch die Membran zurückfließen, wird ADP phosphoryliert und produziert ATP

5. Oxidative Phosphorylierung: „Die Produktion von ATP unter Verwendung von Energie aus Redoxreaktionen eines ETC“

-vergleiche mit... Phosphorylierung auf Substratebene: die Bildung von ATP durch direkte Übertragung einer Phosphatgruppe auf ADP von einem Zwischensubstrat im Katabolismus

Zusammenfassung aerobe Atmung: C6h12Ö6 + 6O2------> 6CO2+ 6H2O +(36- 38)ATP+ Hitze

Großer Überblick aerobe Atmung: Hochenergetische Glukoseelektronen werden weggerissen, von NADH und FADH2 zur Zellmembran transportiert, wo sich ETC befindet, ETC weitergeben, Energie verlieren, Energie wird verwendet, um Protonen durch die Zellmembran zu pumpen, wodurch PROTONENGRADIENT entsteht, der verwendet wird Fahren Sie ATP SYNTHESIS über ATP SYNTHASE.

6. Anaerobe Atmung: (nur Prokaryoten) – anaerobe Atmung. Atmung mit anderen Molekülen als O2 als terminaler Elektronenakzeptor am Ende von ETC, ex NO3 -Nitrat als terminaler e-Donor verwendet, reduziert zu Nitrit oder möglicherweise N2

-Essen von Nitraten/Nitriten (Lebensmittelkonservierungsmittel)-> produzierte Nitrite im Darm von ex E.Coli-Nitrat-Reduktion, Nitrit->Nitrosamine-> Verdacht auf Karzinogen, Prädisposition für Dickdarmkrebs? Nitrate und Methämogloninämie?

ex Sulfate reduziert zu H2S

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------

Vergleich Fermentation, aerobe Atmung, anaerobe Atmung

Ö2 benötigtes ATP produziert Endgültige Elektronenakzeptoren?

Fermentation NO 2ATP/Glukose

Aerobic bzw. JA ca. 38 ATP/Glukosebakterien

Anaero. bzw. NO >2 ATP; <38 ATP

Hinweise: -Glykolyse ist ein üblicher Weg sowohl zum aeroben als auch zum anaeroben Stoffwechsel

-Organismen wachsen durch aerobe Atmung schneller als durch Fermentation (höhere ATP-Ausbeute/Glukose)

- Beachten Sie, dass das Muskelgewebe von Säugetieren zur Milchsäuregärung zurückkehrt, wenn O2 niedrige Werte (starke körperliche Anstrengung) Milchsäure, die über das Blut in die Leber aufgenommen wird, wo sie wieder in Glukose umgewandelt wird

-Glykolyse kann anaerob ablaufen, wenn Fermentationswege verfügbar sind

- bei Organismen, die aerob, aber nicht anaerob atmen, werden sowohl der Krebs-Zyklus als auch ETC durch O .-Mangel gehemmt2

-bei der aeroben Atmung gehen 60% der Glukoseenergie als Wärme verloren

III. Biosynthese/Anabolismus

A. Viele der Zwischenprodukte der Glykolyse, der Kreb-Zyklus, sind wichtige Vorläufer in biosynthetischen/anabolen Reaktionen

1.. Beispiele: Zwischenprodukte des Krebszyklus

Alpha-Ketoglutarat-->Aminosäuren Succinyl CoA-->Porphyrine

OAA --> Aminosäuren

2. „Krebs prep“: Acetyl-CoA-->Fettsäuren/Lipide

3. Glykolyse: Pyruvat --> Aminosäuren

B. Für viele biosynthetische Reaktionen werden hochenergetische Elektronen benötigt, um Moleküle zu reduzieren. Diese hochenergetischen Elektronen werden von NADPH bereitgestellt (ähnlich NADH, außer einer zusätzlichen Phosphatgruppe).

NADPH wird während des Pentose-Phosphat-Pfads produziert. Dieser Weg verwendet Glucose-6-P aus der Glykolyse und produziert NADPH, Ribose-5-P

IV Entner Doudoroff-Weg; alternativ zum Embden-Meyerhof-Weg

V. Photosynthese:

A. Oxygene Photosynthese: Cyanobakterien, Grünpflanzen chla (Photoautotrophe)

6CO2 + 6 H2O-->light/chla--> C6h12Ö6 + 6 O2

B. Anoxygene Photosynthese (nur Prokaryonten)

z.B. 6CO2 + 6H2S->Bakteriochlorophyll/Licht--> C6h12Ö6+ 6 Schwefel (elementarer Schwefel, ca.)

VI. : Stickstoffkreislauf :

1. Stickstofffixierung: Einige Bakterien können die dreifach kovalente Bindung von N2 brechen, reduzieren und produzieren NH3 Ammoniak -> Ammonium NH4+, das dann von Pflanzen zur Synthese von Aminosäuren verwendet werden kann. Symbiotisches Rhizobium und Hülsenfrüchte. Wurzelknötchen, symbiotische Beziehungen. Rhizobium wandelt N2 in Ammoniak/Ammonium um, das Pflanzen zur Synthese von Aminosäuren verwenden können. Zu den stickstofffixierenden Bakterien zählen auch Cyanobakterien, Azotobacter, Bacillus und Clostridium, nitrifizierende Bakterien, denitrifizierende Bakterien

2. Nitrifikation: Ammonium-> Nitrit/Nitrat

3. Denitrifikation-: Nitrat-> N2, Verlust an „nutzbarem Stickstoff“. Die Landwirte möchten keine Denitrifikation, auch wenn sie bei der Behandlung von Seqwag hilfreich ist (warum?)


Bakterienstoffwechsel

Wie oben erwähnt, benötigen heterotrophe (oder organotrophe) Bakterien organische Moleküle, um ihren Kohlenstoff und ihre Energie bereitzustellen. Die energieliefernden katabolen Reaktionen können von vielen verschiedenen Typen sein, obwohl sie alle Elektronentransferreaktionen beinhalten, bei denen die Bewegung eines Elektrons von einem Molekül zu einem anderen mit einer Energieeinfangreaktion gekoppelt ist, die ATP ergibt. Einige heterotrophe Bakterien können Zucker oder komplexe Kohlenhydrate verstoffwechseln, um Energie zu produzieren. Diese Bakterien müssen eine Reihe spezifischer Proteine ​​produzieren, darunter Enzyme, die die Polysaccharide in ihre Zuckerbausteine ​​abbauen, ein Transportsystem zur Anreicherung des Zuckers in der Zelle und Enzyme, die den Zucker in eines der zentralen Zwischenprodukte des Stoffwechsels umwandeln, wie z Glucose-6-phosphat. Es gibt mehrere zentrale Wege für die Kohlenhydratverwertung, darunter den Embden-Meyerhof-Weg der Glykolyse und den Pentosephosphat-Weg, die beide auch in eukaryontischen Zellen vorkommen. Einige Bakterien besitzen den Entner-Doudoroff-Weg, der Glukose hauptsächlich in Pyruvat umwandelt, sowie andere Wege, die die Umwandlung von Glukose in kleinere Verbindungen mit weniger enzymkatalysierten Schritten bewerkstelligen.

Der Zuckerstoffwechsel produziert Energie für die Zelle durch zwei verschiedene Prozesse, Gärung und Atmung. Fermentation ist ein anaerober Prozess, der in Abwesenheit eines externen Elektronenakzeptors stattfindet. Die organische Verbindung, beispielsweise ein Zucker oder eine Aminosäure, wird in kleinere organische Moleküle zerlegt, die die beim Zusammenbruch der Energiequelle freigesetzten Elektronen aufnehmen. Diese katabolen Reaktionen umfassen einige Schritte, die zur direkten Bildung von ATP führen. Wenn Glukose zu Milchsäure abgebaut wird, wie es in einigen Lactokokken und Lactobazillen Spezies sowie in Muskelzellen höherer Eukaryoten liefert jedes Glukosemolekül nur zwei Moleküle ATP, und es müssen beträchtliche Mengen an Glukose abgebaut werden, um genügend Energie für das Bakterienwachstum bereitzustellen. Da organische Moleküle während der Fermentation nur teilweise oxidiert werden, führt das Wachstum fermentativer Bakterien zur Produktion großer Mengen organischer Endprodukte und einem relativ geringen Energieausstoß pro verbrauchtem Glucosemolekül. Nur wenige Bakterien produzieren nur Milchsäure, die für Bakterien ziemlich giftig ist und das Wachstum einer Kolonie einschränkt. Eine Vielzahl zusätzlicher Fermentationswege werden von spezifischen Bakterien verwendet, um Glukose abzubauen. Die charakteristischen Endprodukte dieser Wege helfen bei der Identifizierung der Bakterien. Diese Endprodukte sind oft weniger toxisch als Milchsäure oder werden unter Nutzung zusätzlicher Stoffwechselenergie gebildet. Zum Beispiel die Produkte der Mischsäuregärung in E coli umfassen Milchsäure, Bernsteinsäure, Essigsäure, Ameisensäure, Ethylalkohol, Kohlendioxid und Wasserstoffgas. Enterobacter aerogenes produziert die meisten der gleichen Fermentationsprodukte sowie große Mengen von 2,3-Butylenglykol, das nicht sauer ist und mehr Bakterienwachstum ermöglicht.

Deutlich mehr Energie steht der Zelle durch die Atmung zur Verfügung, bei der die Elektronen von Zuckermolekülen nicht auf ein anderes organisches Molekül, sondern auf ein anorganisches Molekül übertragen werden. Der bekannteste Atmungsprozess (aerobe Atmung) verwendet Sauerstoff als letzten Elektronenakzeptor. Der Zucker wird vollständig zu Kohlendioxid und Wasser abgebaut, wobei maximal 38 Moleküle ATP pro Molekül Glukose entstehen. Elektronen werden mithilfe der Elektronentransportkette auf Sauerstoff übertragen, einem System von Enzymen und Cofaktoren, das sich in der Zellmembran befindet und so angeordnet ist, dass der Durchgang von Elektronen entlang der Kette mit der Bewegung von Protonen (Wasserstoffionen) durch die Membran und aus der Membran gekoppelt ist die Zelle. Der Elektronentransport induziert die Bewegung positiv geladener Wasserstoffionen zur Außenseite der Zelle und negativ geladener Ionen in ihr Inneres. Dieser Ionengradient führt zur Ansäuerung des externen Mediums und einer energetisierten Plasmamembran mit einer elektrischen Ladung von 150 bis 200 Millivolt. Die Erzeugung von Ionengradienten, einschließlich dieser protonmotorischen Kraft (Protonengradient), ist ein üblicher Aspekt der Energieerzeugung und -speicherung in allen lebenden Organismen. Der Protonengradient wird direkt von der Zelle für viele Prozesse genutzt, darunter den aktiven Transport von Nährstoffen und die Rotation von Geißeln. Die Protonen können auch vom Äußeren der Zelle in das Zytoplasma gelangen, indem sie ein Membranenzym namens F . passieren1F0-Protonen-translozierende ATPase, die diese Protonenbewegung mit der ATP-Synthese in einem Prozess koppelt, der mit dem identisch ist, der in den Mitochondrien eukaryontischer Zellen abläuft (sehen Stoffwechsel: Die Verbrennung von Nahrungsmaterialien).

Bakterien, die die Atmung nutzen können, produzieren pro Zuckermolekül weit mehr Energie als fermentative Zellen, da die vollständige Oxidation (Zerlegung) der Energiequelle eine vollständige Extraktion der gesamten verfügbaren Energie ermöglicht, wie die wesentlich höhere Ausbeute an ATP für die Atmung zeigt Organismen als für fermentierende Bakterien. Atmende Organismen erzielen mit einer gegebenen Nährstoffmenge eine höhere Ausbeute an Zellmaterial und erzeugen auch weniger toxische Endprodukte. Die Löslichkeit von Sauerstoff in Wasser ist jedoch begrenzt, und das Wachstum und das Überleben von Populationen aerober Bakterien sind direkt proportional zum verfügbaren Sauerstoffangebot. Kontinuierliche Sauerstoffzufuhr steht nur Bakterien zur Verfügung, die mit Luft in Kontakt kommen, wenn Bakterien auf einer Oberfläche schwimmen können, die sie der Luft ausgesetzt ist, oder wenn das Medium, in dem die Bakterien leben, kräftig gerührt wird.

Die Atmung kann auch unter anaeroben Bedingungen durch Prozesse erfolgen, die als anaerobe Atmung bezeichnet werden und bei denen der letzte Elektronenakzeptor ein anorganisches Molekül wie Nitrat (NO .) ist3 − ), Nitrit (NO2 − ), Sulfat (SO4 2− ) oder Kohlendioxid (CO2). Die Energieausbeute, die der Zelle mit diesen Akzeptoren zur Verfügung steht, ist geringer als bei der Atmung mit Sauerstoff – viel geringer bei Sulfat und Kohlendioxid –, aber sie sind immer noch wesentlich höher als die Energieausbeute, die bei der Fermentation zur Verfügung steht. Die Fähigkeit einiger Bakterien, anorganische Moleküle bei der anaeroben Atmung zu verwenden, kann für die Umwelt von Bedeutung sein. E coli kann Sauerstoff, Nitrat oder Nitrit als Elektronenakzeptor verwenden und Pseudomonas stutzeri ist von großer globaler Bedeutung für seine Aktivität bei der Denitrifikation, der Umwandlung von Nitrat in Nitrit und Distickstoffgas (N2). Desulfovibrio und Desulfuromonas reduzieren Sulfat bzw. elementaren Schwefel (S) zu Sulfid (S 2− ) und das Bakterium Acetobacterium woodii und methanogene Archaeen, wie z Methanothermobacter thermautotrophicus, Kohlendioxid zu Acetat bzw. Methan reduzieren. Die Archaea verwenden typischerweise Wasserstoff als Elektronendonor mit Kohlendioxid als Elektronenakzeptor, um Methan zu erzeugen, oder mit Sulfat als Elektronenakzeptor, um Sulfid zu erzeugen.


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Ergebnisse

Eine robuste Referenzphylogenie für die CPR

Wir haben einen großen Satz kuratierter Genome von CPR-Bakterien aus verschiedenen Umgebungen gesammelt, darunter sowohl zuvor veröffentlichte als auch neu zusammengestellte Sequenzen (der Abschnitt „Materialien und Methoden“). Qualitätsfiltration dieses kuratierten Genomsatzes bei ≥ 70 % Vollständigkeit und ≤ 10 % Kontamination und anschließende Dereplikation ergab einen nicht redundanten Satz von 991 Genomen für die nachgeschaltete phylogenetische und metabolische Analyse (Zusatzdatei 1, Tabelle S1). Um die Wiederfindung phylogenetischer Marker aus dem gesammelten Genomsatz zu verbessern, haben wir die Visualisierung von HMM-Bitscores mit einem phylogenetischen Ansatz kombiniert, um empfindliche, benutzerdefinierte Schwellenwerte für zwei unabhängige Markersätze festzulegen, die aus 16 syntenischen ribosomalen Proteinen (rp16) und den beiden RNA-Polymerase-Untereinheiten bestehen (RNAp) (Abschnitt „Materialien und Methoden“ Zusatzdatei 2, Abb. S1). Die auf diesen beiden Markersätzen basierenden Phylogenien waren im Allgemeinen für tiefe Beziehungen innerhalb der CPR kongruent, wobei beide Bäume die Unterscheidung der CPR von der bakteriellen Fremdgruppe bzw. der Monophylie der Mikrogenomaten und Parcubacteria superphyla unterstützten (Abb. S2). Einige Kladen wurden auch durch das Fehlen bestimmter ribosomaler Proteine ​​unterstützt – den Microgenomaten fehlte zusammen mit den Dojkabakterien und Katanobakterien das ribosomale Protein L9 (rpL9), während einer Untergruppe von Parcubacteria das ribosomale Protein L1 (rpL1) fehlte, wie zuvor beobachtet [1 ]. Unsere Ergebnisse deuteten auch auf das Vorhandensein von vier allgemein gut unterstützten (≥ 95 % ultraschnelles Bootstrap in drei von vier Fällen) monophyletischen Untergruppen innerhalb der Parcubakterien hin (Abb. 1a, Parcubacteria 1–4). Obwohl die internen Beziehungen zwischen diesen Untergruppen zwischen den Bäumen leicht variierten (Zusatzdatei 2, Abb. 1a). Zehn weitere Linien von Parcubacteria bildeten außerhalb dieser Untergruppen paraphyletische Kladen. Wir zeigen auch, dass Dojkabakterien (WS6), Katanobakterien (WWE3), Peregrinibakterien, Kazanbakterien und Berkelbakterien zu den am tiefsten verwurzelten Kladen außerhalb der etablierten Superphyla gehören (Abb. 1a).

Phylogenetische Beziehungen und metabolische Ähnlichkeit zwischen Candidate Phyla Radiation Bakterium. ein Maximum-Likelihood-Baum basierend auf dem verketteten Satz von 16 ribosomalen Proteinen (1427 Aminosäuren, LG+R10-Modell). Der Maßstabsbalken stellt die durchschnittliche Anzahl von Ersetzungen pro Standort dar. Monophyletische Untergruppen innerhalb der Parcubacteria, die auch im verketteten RNA-Polymerase-Baum unterstützt werden, werden als Parcubacteria 1–4 bezeichnet. Das Vorhandensein/Fehlen einer Teilmenge von gezielten Stoffwechselmerkmalen wird als konzentrische Ringe angezeigt. Abkürzungen: aldo., Aldolase dehydr., Dehydrogenase, PRPP, Phosphoribosylpyrophosphat, PEP, Phosphoenolpyruvat PFOR, Pyruvat:Ferredoxin Oxidoreduktase acetyltrans., Acetyltransferase Hyd, Hydrogenase. Vollständig kommentierte Bäume mit allen enthaltenen Abstammungslinien sind in Zusatzdatei 2, Abb. S2, verfügbar. B Hauptkoordinatenanalyse zur Beschreibung der Ähnlichkeit zwischen metabolischen Plattformen von CPR-Linien mit 8 oder mehr repräsentativen Genomen

CPR-Bakterien kodieren für variable und überlappende Stoffwechselrepertoires

Als nächstes nutzten wir den robusten Referenzbaum der CPR, um die Verteilung und Kombinationen von Kapazitäten über die Strahlung zu bewerten. Während CPR-Bakterien einige biosynthetische Kernkapazitäten fehlen, besitzen sie tatsächlich zahlreiche metabolische Kapazitäten, die am Kohlenstoff-, Wasserstoff- und möglicherweise Schwefel- und Stickstoffkreislauf beteiligt sind [5, 12, 18, 20]. Wir haben uns für unsere anschließende Analyse auf diese Merkmale konzentriert und argumentierten, dass sie am ehesten die Fähigkeit von CPR-Bakterien beeinflussen, Energie aus organischen Verbindungen zu gewinnen und zusammen mit ihren Wirten und anderen Gemeindemitgliedern zu biogeochemischen Transformationen beizutragen. Um die mit der metabolischen Annotation divergenter Abstammungslinien verbundenen Herausforderungen zu überwinden und die Wahrscheinlichkeit falsch negativer Ergebnisse zu minimieren, haben wir unseren benutzerdefinierten HMM-Schwellenwertansatz auf die ausgewählten biogeochemisch relevanten Merkmale erweitert (der Abschnitt „Materialien und Methoden“ Zusätzliche Datei 2, Abb. S3 Zusätzliche Datei 3, Tabelle S2) und bildeten die resultierenden binären Anwesenheits-/Abwesenheitsprofile für spezifische Funktionalitäten auf den rekonstruierten rp16-Baum ab. Betrachtet man die ausgewählten Merkmale, beobachteten wir einen hohen Grad an Variation im Gesamtrepertoire der Abstammungslinien innerhalb der CPR, einschließlich einiger mit extrem minimalen metabolischen Komplementen wie Dojkabakterien und Gracilibakterien. Dies stimmt sowohl mit Beobachtungen aus genomischen Studien dieser Linien [12] als auch mit neueren Erkenntnissen über die Untersuchung ganzer Proteome [15] überein.

Eine wichtige offene Frage ist, ob Kladen von CPR-Bakterien innerhalb breiter phylogenetischer Gruppierungen ähnliche Kombinationen von metabolischen Kapazitäten aufweisen. Um dies zu untersuchen, haben wir die Verteilungen der anvisierten Merkmale verwendet, um die Häufigkeit zu berechnen, mit der jedes Merkmal innerhalb der Abstammungslinien gefunden wurde. Aus den Ergebnissen generierten wir dann eine Distanzmatrix und führten eine Hauptkoordinatenanalyse durch, um die Clusterbildung von Abstammungslinien basierend auf der Ähnlichkeit ihrer gesamten metabolischen Plattformen zu visualisieren (Abb. 1b, Abschnitt „Materialien und Methoden“). Wir kamen zu dem Schluss, dass Gene, die aufgrund von Genom-Unvollständigkeit fehlen, die Clusterbildung beeinflussen könnten, insbesondere bei kleinen Linien mit nur mehreren Mitgliedern. Daher haben wir die Analyse auf die Gruppen mit mindestens 8 Mitgliedsgenomen beschränkt. Die Ergebnisse legen nahe, dass Mitgliedslinien innerhalb einiger breiter phylogenetischer Gruppierungen metabolisch ähnlich sind (z. Zum Beispiel waren die Abstammungslinien innerhalb der Mikrogenomaten und Parcubakterien 1 stark über die Variationsachsen verteilt (Abb. 1b), was darauf hindeutet, dass Mitgliedsgruppen sehr variable Kombinationen von Merkmalen kodieren.

Funktionell verknüpfte Stoffwechselgene weisen unterschiedliche evolutionäre Profile auf

Die Beobachtung, dass die Verteilung von Merkmalen variabel und möglicherweise von der phylogenetischen Verwandtschaft entkoppelt ist, lässt die Möglichkeit aufkommen, dass komplexere, enzymspezifische Muster der metabolischen Diversität in der CPR zugrunde liegen könnten. Um dies anzugehen, haben wir Merkmalsverteilungen verwendet, um zwei Metriken über den Referenzbaum zu berechnen – die erste zur Quantifizierung der durchschnittlichen Zweiglänge von Kladen, in denen ein Merkmal konserviert ist (phylogenetische Tiefe) und die zweite, um die Merkmalsfleckigkeit in Bezug auf die Anzahl zu analysieren der Gewinne/Verluste eines binären Merkmals über einen Baum (der Abschnitt „Materialien und Methoden“) [22]. Im Allgemeinen entsprechen Merkmale mit einer hohen phylogenetischen Tiefe solchen, die in tiefer wurzelnden Kladen erhalten sind, während Merkmale mit geringerer Tiefe denen entsprechen, die hauptsächlich in flachen Kladen vorkommen. In ähnlicher Weise wird eine hohe Patchiness erwartet, wenn ein bestimmtes Merkmal zufälliger über eine Klade verteilt ist, während Merkmale mit niedrigen Patchiness-Scores jenen entsprechen, die innerhalb von Gruppen stark konserviert sind. Diese beiden Metriken ergänzen sich daher und wurden integriert, um für jedes Merkmal ein „evolutionäres Profil“ zu erstellen. Bei CPR-Bakterien beobachteten wir, dass eine Zunahme der phylogenetischen Tiefe im Allgemeinen mit einer Abnahme der Fleckenbildung korreliert (Abb. 2a). Hohe Tiefenmerkmale entsprachen auch größeren Proteinfamilien, die über die gesamte Strahlung häufiger beobachtet wurden (Familiengröße), obwohl mehrere kleinere Proteinfamilien (Phosphatacetyltransferase, AMP-Phosphorylase, RuBisCO) relativ hohe phylogenetische Tiefen erreichten, da sie in tief wurzelnden Kladen wie der Dojkabakterien und Peregrinibakterien. Andererseits zeigten der Wasserstoff-/Schwefel-Stoffwechsel, der Acetat-/Laktat-Stoffwechsel und der oxidative Pentosephosphat-Weg eine relativ hohe Uneinheitlichkeit und eine geringe phylogenetische Tiefe, was mit ihrer spärlichen, aber auch breiten Verteilung über entfernt verwandte Gruppen übereinstimmt (Abb. 2). Interessanterweise wiesen einige Merkmale eine relativ geringe phylogenetische Tiefe auf, waren jedoch weniger fleckig verteilt, als aus dem Gesamttrend vorhergesagt werden würde (z. B. Gene, die am aeroben Stoffwechsel beteiligt sind).

Metabolische Merkmale, die von CPR-Bakterien kodiert werden, weisen unterschiedliche evolutionäre Profile auf, einschließlich solcher im gleichen Stoffwechselweg (z. B. Glykolyse-Gene). ein Evolutionäre Profile, die aus der phylogenetischen Tiefe und Uneinheitlichkeit der Genverteilungen über die rp16-Topologie generiert wurden. Jeder Punkt stellt ein metabolisches Gen dar, das schattiert ist, um der funktionellen Kategorie/dem Funktionsweg in zu entsprechen B, schematische Darstellung einer generalisierten metabolischen Plattform für CPR-Bakterien

Da sich unsere Analyse auf Entwurfsgenome stützte (≥ 70 % der Genommarker vorhanden), ist es möglich, dass die Unvollständigkeit des Genoms die Schätzungen des Vorhandenseins/Fehlens von Stoffwechselgenen beeinflusst.Wir kamen zu dem Schluss, dass insbesondere die Patchiness-Metrik für dieses Problem empfindlich wäre, da sie (im Gegensatz zur phylogenetischen Tiefenmetrik) anhand der Anzahl der Zustandsübergänge binärer Zeichen über den Baum berechnet wird. Um diese Möglichkeit zu adressieren, führten wir eine Parameter-Sensitivitätsanalyse durch, die die Robustheit von Patchiness-Scores gegenüber der Genom-Vollständigkeit testete. Wir haben den Genomsatz iterativ mit steigenden Vollständigkeitsschwellen unterabgetastet und die Patchiness der Merkmale über eine beschnittene Version des Referenzbaums (der Abschnitt „Materialien und Methoden“) neu berechnet, wobei wir nur eine bescheidene Abnahme der Patchiness für einzelne Komponenten der Zielpfade als Genom beobachteten Vollständigkeit auf 95 % erhöht (Zusatzakte 2, Abb. S4a). Spezifische glykolytische Enzyme zeigten ein ähnliches Muster, mit Ausnahme von Triosephosphatisomerase (TIM), Glyceraldehyd-3-phosphat (GADPH) und Phosphoglyceratkinase (PGK), die bei CPR-Bakterien bereits bei der niedrigsten Vollständigkeitsschwelle im Wesentlichen universell waren (Abb. 3b Zusatzdatei 2, Abbildung S4ab). Zusammengefasst deuten diese Ergebnisse darauf hin, dass unsere Beobachtungen hauptsächlich auf ein biologisches und nicht auf ein methodisches Signal zurückzuführen sind, während die Unvollständigkeit des Genoms wahrscheinlich die Berechnungen der Patchiness in geringem Maße beeinflusst.

Verteilungsmuster und Genbäume für glykolytische Enzyme in der CPR. ein Evolutionäre Profile basierend auf Patchiness und phylogenetischer Tiefe und B Anwesenheits-/Abwesenheitsprofile über den rp16-Baum. C Proteinspezifische molekulare Phylogenien für Triosephosphatisomerase (tim) und Enolase (eno). Abkürzungen: Hex, Hexokinase pfk, Phosphofructokinase pk, Pyruvatkinase fba, Fructosebisphosphat Aldolase eno, Enolase pgi, Phosphoglucoseisomerase pgm, Phosphoglycerat-Mutase tim, Triosephosphat-Deglycerid-Phosphat-Phosphat-Deglycerid-Phosphat 3-Phosphat-Dehydrogenaldehyd-Phosphat-Phosphat-Phosphat-Phosphat-Phosphat-Phosphat-Phosphat-Phosphat-Phosphat-Phosphat 3-Phosphat-Phosphat-Phosphat PEP, Phosphoenolpyruvat PPP, Pentosephosphatweg. Maßstabsbalken stellen die durchschnittliche Anzahl von Substitutionen pro Standort dar

Überraschenderweise zeigten metabolische Gene innerhalb desselben Stoffwechselweges oft unterschiedliche evolutionäre Profile – zum Beispiel zeigten Enzyme, die an der Glykolyse beteiligt sind, eine große Bandbreite an Tiefe und Ungleichmäßigkeit (Abb. 2a). Ähnliche Muster wurden für den Nukleotid-Salvage-Weg und den nicht-oxidativen Pentosephosphat-Weg beobachtet ( 2a ). Diese Beobachtungen könnten darauf hindeuten, dass die Evolutionsgeschichte der Enzymkomponenten dieser Stoffwechselwege spezifisch entkoppelt ist, dass Merkmale mit hoher phylogenetischer Tiefe und geringer Feinheit wahrscheinlich alt und konserviert sind (geringer Verlust), während diejenigen mit geringerer Tiefe und höherer Feinheit eher haben durch Verlust und/oder horizontalen Gentransfer beeinträchtigt wurden. Um diese Hypothesen zu testen, untersuchten wir zwei Fälle genauer – erstens die Glykolyse als Beispiel für einen zentralen Stoffwechselweg mit einem breiten Spektrum an phylogenetischer Tiefe und Uneinheitlichkeit zwischen den einzelnen Enzymkomponenten und zweitens NiFe-Hydrogenasen, ein akzessorisches Merkmal mit hoher Uneinheitlichkeit und geringe Tiefe.

Genbäume für glykolytische Enzyme spiegeln unterschiedliche Muster von Genverlust und -transfer wider

Wir untersuchten zuerst die Glykolyse und stellten fest, dass drei Enzyme aus dem zentralen Teil des Stoffwechselwegs – TIM, GAPDH und PGK – in fast allen CPR-Bakterien mit geringer bis keiner Fleckenbildung gefunden wurden (Abb. 3a). Mit der möglichen Ausnahme von ultrareduzierten Formen wie den Gracilibakterien, die durch ein vollständiges, kuratiertes Genom repräsentiert werden, dem der Glykolyseweg vollständig fehlt [23], ist das Fehlen dieser Enzyme in einer sehr kleinen Anzahl von Genomen wahrscheinlich auf fehlende genomische . zurückzuführen Information. Eine zweite Gruppe von Enzymen, bestehend aus Fructose-Bisphosphat-Aldolase (FBA), Enolase (ENO) und Phosphoglucose-Isomerase (PGI), war stattdessen im Allgemeinen fleckiger unter CPR-Bakterien verteilt und fehlte in einigen Abstammungslinien. Die Phosphoglycerat-Mutase (PGM), die für die Umwandlung von Glycerat 1,3-P2 in Glycerat 2P bei der unteren Glykolyse verantwortlich ist, fiel zwischen die beiden Gruppen – während sie in tief verwurzelten Kladen (also einer hohen phylogenetischen Tiefe) vorhanden ist, fehlt sie in mehreren flachen Kladen von Parcubacteria, möglicherweise weil diese Formen zu unterschiedlich waren, um mit dem manuellen HMM-Schwellenwert gefunden zu werden. Schließlich zeigten mehrere Enzyme, darunter Glucokinase/Hexokinase, Phosphofructokinase (PFK) und Pyruvatkinase, Profile, die bei den CPR-Linien sehr lückenhaft und von geringerer Tiefe waren. Insbesondere wird angenommen, dass diese Enzyme irreversible Reaktionen katalysieren und somit als wichtige Regulationsstellen für den Stoffwechselfluss fungieren [5, 24]. Insbesondere Glucokinase/Hexokinase und PFK wurden sehr selten in CPR-Bakterien gefunden, obwohl viele das Potenzial haben, PFK über einen metabolischen Shunt über den nicht-oxidativen Pentosephosphatweg zu umgehen (Abb. 3b) [12]. Um dieses Ergebnis zu bestätigen, haben wir auch Genome nach alternativen Formen von PFK durchsucht und festgestellt, dass, während einige CPR-Bakterien ROK (Repressor, Open Reading Frame, Kinase)-Familienproteine ​​(TIGR00744) kodieren, wir keine engen phylogenetischen Beziehungen zu Familienmitgliedern herstellen konnten, die als mutmaßliche Glucokinasen. Ebenso fanden wir keine Hinweise auf die alternativen Versionen der ADP-abhängigen Glucokinase/Phosphofructokinase, die in den modifizierten glykolytischen Stoffwechselwegen einiger Archaeen eingesetzt werden (PF04587) [25].

Um den Einfluss der Genom-Unvollständigkeit auf die scheinbare Uneinheitlichkeit glykolytischer Enzyme in der CPR weiter zu testen und zu untersuchen, ob dieses Muster einzigartig ist, führten wir eine vergleichende Analyse anderer wichtiger Bakterienstämme durch. Wir kamen zu dem Schluss, dass, wenn eine hohe Uneinheitlichkeit der Glykolyse bei CPR-Bakterien hauptsächlich auf Genom-Unvollständigkeit zurückzuführen ist, Enzyme dieser Organismen eine ähnliche Uneinheitlichkeit aufweisen sollten wie ihre Gegenstücke in Genomen anderer Gruppen mit typischeren metabolischen Plattformen. Im Gegenteil, wenn unsere ersten Ergebnisse auf ein echtes biologisches Signal hinweisen, würden wir erwarten, dass Enzyme von CPR-Bakterien durchweg höhere Flecken aufweisen als bei anderen Bakterienstämmen. Wir sammelten mehrere tausend Genome aus Metagenomen, die mit ähnlichen Methoden zusammengesetzt und sortiert wurden, wie sie zur Rekonstruktion von Genomen von CPR-Bakterien verwendet wurden, entsprechend großen phylogenetischen Gruppen – Proteobakterien (n = 1090), Firmen (n = 680) und Bacteroidetes (n = 578) (Abschnitt „Materialien und Methoden“). Um die Vergleichbarkeit unserer Ergebnisse zu gewährleisten, haben wir die gleiche Methodik für die Bewertung der Genomvollständigkeit, die metabolische Annotation und die Analyse der Glykolyse wie für die CPR verwendet. Wir zeigen, dass einzelne Glykolyseenzyme aus CPR-Bakterien im Allgemeinen die höchste Patchiness unter den untersuchten Linien erreichen, insbesondere für die Enzyme an den Bahnenden (Zusatzdatei 2, Abb. S4c). Ausnahmen sind die drei Glykolyseenzyme, die wir als zentrales, im Wesentlichen universelles Modul für die CPR betrachten (TIM, GAPDH und PGK) und für die Enolase, bei der Firmicutes ebenfalls signifikante Flecken aufweisen (Zusatzdatei 2, Abb. S4c). Diese Ergebnisse bestätigen weiter, dass der für glykolytische Enzyme in CPR-Bakterien beobachtete Grad an Fleckenbildung robust gegenüber Problemen ist, die sich aus Genom-Unvollständigkeit ergeben, und für alle wichtigen Bakterienlinien ungewöhnlich ist.

Um zu untersuchen, welche spezifischen Prozesse die unterschiedliche Evolution glykolytischer Enzyme in CPR-Bakterien beeinflusst haben, haben wir einzelne Protein-Phylogenien rekonstruiert und Gen-Spezies-Baumabgleiche durchgeführt (Abschnitt „Materialien und Methoden“). Wir kamen zu dem Schluss, dass Enzyme, deren Evolutionsgeschichte hauptsächlich durch vertikalen Transfer gepaart mit genomischem Verlust und nicht durch Transfer geprägt war, phylogenetische Muster aufweisen würden, die ungefähr mit unserem aufgelösten Referenzartenbaum übereinstimmen, während diejenigen, die durch horizontalen Transfer beeinflusst werden (entweder mit CPR- oder Nicht-CPR-Gruppen) ) würde inkongruente Beziehungen aufweisen. Genbäume für gut konservierte glykolytische Kapazitäten wie TIM und PGK rekapitulierten im Allgemeinen phylogenetische Gruppierungen auf einer groben Ebene (Abb. 3c Zusatzdatei 2, Abb. S5). Allerdings waren auch bei diesen Enzymen Inkonsistenzen mit dem Artenbaum vorhanden – zum Beispiel einige TIM-Sequenzen der Mikrogenomaten, Katanobakterien und Peregrinibakterien geclustert mit archaealen Referenzsequenzen (Abb. 3c). Diese Ergebnisse wurden über mehrere Genome repliziert, und die phylogenetischen Assoziationen der umgebenden ORFs auf demselben Gerüst wurden von BLAST verifiziert, um sicherzustellen, dass das Gerüst aus einem CPR-Organismus stammte. In ähnlicher Weise wurden in der Enolase-Phylogenie große monophyletische Cluster, die Sequenzen der Mikrogenomaten und Parcubacteria 1 repräsentierten, aufgelöst, jedoch fielen andere Sequenzen der Mikrogenomaten und viele von Parcubacteria 3 und 4 in kleinere, fragmentierte Gruppen, die sich mit entfernter verwandten Linien gruppierten (Abb .3c). Genbäume für andere glykolytische Enzyme zeigten eine Reihe von Mustern (Zusatzdatei 2, Abb. S5). Im Großen und Ganzen legen Inkonsistenzen zwischen den Gen-Spezies-Strukturen nahe, dass der laterale Gentransfer, entweder zwischen CPR-Bakterien und anderen Taxa oder zwischen verschiedenen CPR-Bakterien, neben dem aus Anwesenheits-/Abwesenheitsprofilen ersichtlichen Genverlust auch die Evolution glykolytischer Enzyme beeinflusst hat (Abb. 3a .). ).

Für die Möglichkeit des horizontalen Gentransfers spricht die Beobachtung, dass den Verteilungen verschiedener glykolytischer Funktionen mehrere verschiedene Enzymformen zugrunde liegen. Zum Beispiel haben wir einzigartige Treffer für drei einzelne HMMs gefunden, die verschiedene Versionen von PGI repräsentieren – einer beschreibt eine allgemeine, domänenübergreifende Version (PF00342), ein anderer eine bifunktionelle PGI/Phosphomannose-Isomerase, die in einigen Bakterien und Archaeen vorhanden ist (TIGR02128) [26]. und schließlich ein nicht verwandtes Enzym auf Cupin-Basis, das ursprünglich aus Archaeen beschrieben wurde (PF06560) [27, 28]. Interessanterweise waren alle drei Enzyme über die breiten CPR-Gruppen verstreut, obwohl nur sehr wenige CPR-Organismen (

2% der Genome) kodierten mehr als eine Version. Etwa 15 Genome, die hauptsächlich zu den Nealsonbakterien gehören, kodieren nur die Cupin-verwandte Version. Diese Sequenzen bilden eine Geschwistergruppe zu denen aus archaealen Referenzgenomen im entsprechenden Genbaum (Zusatzdatei 2, Abb. S5). Sequenzen von CPR-Organismen mit höchster Ähnlichkeit zu archaealen Versionen wurden auch für PGM (TIGR00306) und für TIM gewonnen, obwohl im letzteren Fall Sequenzen nicht einem separaten HMM entsprachen (Zusatzdatei 2, Abb. S5). Während die meisten CPR-Bakterien ein Klasse-II-FBA-Enzym kodieren, kodieren einige, insbesondere Kaiserbakterien und Woesebakterien, auch ein Klasse-I-Enzym, das über einen bestimmten Reaktionsmechanismus funktioniert [29]. Schließlich scheinen bei Genbaum-Rekonstruktionen für die Klasse-II-Aldolase Sequenzen von CPR-Bakterien nicht monophyletisch zu sein, mit kleinen Untergruppen, die zwischen Sequenzen von anderen Bakterien verteilt sind. Zusammengenommen weisen diese Ergebnisse darauf hin, dass Enzyme multiplen evolutionären Ursprungs den Verteilungen des Kernkohlenstoffmetabolismus zugrunde liegen, und unterstützen die Idee, dass ihre Verteilungen durch Episoden von lateralem Gentransfer, möglicherweise von Nicht-CPR-Bakterien oder Archaeen, geformt wurden.

CPR-Bakterien kodieren phylogenetisch unterschiedliche Formen von NiFe-Hydrogenasen mit variablem genomischen Kontext

Als nächstes untersuchten wir den Einfluss des lateralen Transfers auf den Metabolismus, der spärlich über die CPR verteilt ist, und konzentrierten uns auf die NiFe-Hydrogenasen als Fallstudie wegen ihrer möglichen Rolle in der Wasserstoffökonomie und/oder im Elektronenfluss [5, 18]. Von den meisten Sequenzen von CPR-Bakterien wurde zuvor berichtet, dass sie zu den Hydrogenasen der Gruppe 3b gehören, zytoplasmatischen Enzymen, die die reversible Oxidation von H . katalysieren können2 gekoppelt mit Regeneration von NADPH oder Reduktion von Polysulfid, falls verfügbar [30, 31]. Hier zeigt ein überarbeiteter Genbaum, der die CPR grob erfasst, das Vorhandensein von zwei Unterklassen, die wir als bezeichnen hyd1 und hyd2, die eine größere Klade der Gruppe 3b-Hydrogenase aus CPR-Organismen bildet (Fig. 4a). Beide Gruppen sind mit den Versionen der Gruppe 3b in anderen Bakterien und Archaeen verwandt, unterscheiden sich jedoch von diesen, insbesondere hyd2, die durch einen relativ langen Ast von ihren Geschwisterkladen getrennt ist (Abb. 4a).

NiFe-Hydrogenase-Enzyme, die von CPR-Bakterien kodiert werden. ein Einschub des unbewurzelten Hydrogenasebaums mit großer Untereinheit, der mutmaßliche Hydrogenasen der Gruppe 3b über die CPR hinweg zeigt, zusammen mit dem Vorhandensein/Fehlen von HMM-Treffern, die anderen Untereinheiten entsprechen. B Genomischer Kontext für Hydrogenase-Gencluster, wobei Position 0 der Position des ORF entspricht, der für die große Untereinheit der NiFe-Hydrogenase kodiert. In den Diagrammen sind nur Proteinfamilien auf demselben Strang wie die große Untereinheit dargestellt, während die Genomdiagramme unter den Diagrammen alle proximalen Familien unabhängig von der Strangorientierung umfassen. C Einschub eines großen Untereinheitsbaums innerhalb von Gruppe-4-Hydrogenasen. Ehr, energieumwandelnde Hydrogenase-verwandte Komplexe. Maßstabsbalken stellen die durchschnittliche Anzahl von Substitutionen pro Standort dar

Biochemisch charakterisierte NiFe-Hydrogenasen der Gruppe 3b sind als tetramere Enzyme bekannt [32]. Um zu untersuchen, ob die Assoziationen von Untereinheiten über alle Hydrogenaseklassen hinweg konsistent waren, untersuchten wir den genomischen Kontext der großen Untereinheiten von CPR-Bakterien mithilfe eines gepaarten HMM-Protein-Clustering-Ansatzes (der Abschnitt „Materialien und Methoden“). Während beide Enzymtypen im Allgemeinen neben der katalytischen Untereinheit auch mit der kleinen Untereinheit Hydrogenase (fam019) assoziiert waren, hyd1 zusammen mit Genen lokalisiert, die Proteinfamilien codieren, die den zwei anderen Untereinheiten ähneln, die an der NAD(P) + -Bindung (gamma, fam034) und dem Elektronentransfer (beta, fam012) beteiligt sind ( 4a ). HMM-Suchen ergaben, dass diese Untereinheiten auch Homologie zu anaeroben Sulfidreduktase A und B aufweisen, was darauf hindeutet, dass der gesamte Komplex durch die Reduktion von reduzierten Schwefelverbindungen wie Polysulfid am Schwefelstoffwechsel beteiligt sein könnte [32, 33]. In einigen Fällen waren die Gamma- und Beta-Untereinheiten jedoch nicht unmittelbar stromaufwärts des Gens, das die kleine Untereinheit codiert ( 4b ) und wurden in anderen Fällen überhaupt nicht nachgewiesen ( 4a ). Diese Inkonsistenz könnte auf Genom-Unvollständigkeit oder linienspezifische Verluste innerhalb der hyd1 klade.

Obwohl Genome mit hyd2 kodierte auch für das kleine Untereinheitsprotein (fam019), die Sequenzen waren durchweg verkürzt (im Mittel 164 Aminosäuren) im Vergleich zu denen, die mit hyd1 und Nicht-CPR-Bakterien (im Mittel 250 Aminosäuren) (Zusatzdatei 2, Abb. S6a) [34]. Beide Formen teilten auch fam002 in ihrem genomischen Kontext, von denen einige eine Homologie zum Hydrogenase-assoziierten Chaperon aufwiesen hypC. Außerhalb dieser Familien unterschied sich der unmittelbare genomische Kontext für hyd2: während eine HMM-Suche Sequenzen mit dem NAD-bindenden Motiv (Gamma-Untereinheit) in der Nähe einiger hyd2, Proteinclusterbildung zeigte, dass diese Proteine ​​weder proximal zu noch auf demselben Strang wie die katalytische Untereinheit waren ( 4ab ). Einige Mitglieder von fam013, die im genomischen Kontext von hyd2 besaßen offenbar eine NAD(P)-bindende Domäne, die sich innerhalb einer größeren FAD-bindenden Domäne (PF07992) befand. Während HMM-Suchen keine Beweise für eine mutmaßliche Beta-Untereinheit in der Nähe von hyd2, fanden wir eine Proteinfamilie (fam390) in der Nähe einer Untergruppe von hyd2 die eine von zwei Eisen-Schwefel-bindenden Domänen enthielt. Diese Domänen unterschieden sich von denen, die mit der mutmaßlichen Beta-Untereinheit in der Nähe von assoziiert waren hyd1. Letztlich ist unklar, ob hyd2 durchweg besitzt (oder fehlt) die Gamma- und Beta-Untereinheiten, und daher bleibt seine Funktion ungewiss.

Interessanterweise beide hyd1 und hyd2 wurden über viele Linien der CPR verstreut, und einige Linien enthielten beide Subtypen in eng verwandten, aber unterschiedlichen Genomen ( 4a ). Zum Beispiel Genome der Roizmanbakterien, die die größte Gesamtzahl von Gruppe 3b-verwandten NiFe-Hydrogenasen enthielten (n = 15), einzeln enthalten entweder hyd1 oder hyd2 Sequenzen. Die Kartierung der Genomtaxonomie auf den 3b-verwandten Hydrogenasebaum bestätigte Inkongruenzen mit dem CPR-Artenbaum (Fig. 4a). Ein ähnliches Muster wurde für Sequenzen von CPR-Bakterien beobachtet, die in eine Untergruppe von Referenzen der Gruppe 4 fielen, die energieumwandelnde Hydrogenase-verwandte Komplexe (Ehr) darstellen. Bemerkenswerterweise waren die Sequenzen von CPR-Bakterien monophyletisch und getrennt von anderen Ehr-Proteinen gruppiert, obwohl ihnen auch die Cysteinreste fehlten, die die Metall-Cofaktoren in anderen Enzymen der Gruppe 4 binden (zusätzliche Datei 2, Abb. S6b). Diese Beobachtung legt nahe, dass Ehr-Proteine ​​aus CPR-Organismen wahrscheinlich nicht mit H . interagieren können2.


Abstrakt

Konspekt

Antibiotika sind der Grundstein der modernen Gesundheitsversorgung. Die Entdeckung von Sulfonamiden und β-Lactam-Antibiotika im 20. Jahrhundert hat die menschliche Gesellschaft immens verändert. Einfache bakterielle Infektionen waren keine Hauptursache für Morbidität und Mortalität mehr, und eine Antibiotikaprophylaxe reduzierte das Infektionsrisiko durch eine Operation erheblich. Das derzeitige Gesundheitssystem benötigt wirksame Antibiotika, um zu funktionieren. Allerdings nehmen antibiotikaresistente Infektionen immer mehr zu, was den Beginn einer postantibiotischen Ära bedroht. Um diese Krise der öffentlichen Gesundheit zu verhindern, werden Antibiotika mit neuartigen Wirkmechanismen benötigt. Derzeit verfügbare Antibiotika zielen nur auf wenige zelluläre Prozesse ab, um ihre Aktivität auszuüben: DNA-, RNA-, Protein- und Zellwandbiosynthese. Der zentrale Stoffwechsel von Bakterien wird zu wenig genutzt, was eine Fülle potenzieller neuer Angriffspunkte bietet, die zur Erweiterung des Waffenarsenals gegen mikrobielle Infektionen verfolgt werden können.

Die 1997 als erstes Enzym im Methylerythritolphosphat (MEP)-Weg entdeckte 1-Desoxy-d-xylulose-5-phosphat (DXP)-Synthase ist ein Thiamindiphosphat (ThDP)-abhängiges Enzym, das die decarboxylierende Kondensation von Pyruvat und d- Glyceraldehyd-3-phosphat (d-GAP), um DXP zu bilden. Dieser Fünf-Kohlenstoff-Metabolit speist sich in drei separate essentielle Stoffwechselwege für den bakteriellen Zentralstoffwechsel ein: die ThDP-Synthese, die Pyridoxalphosphat (PLP)-Synthese und den MEP-Pfad für die Isoprenoid-Synthese. Obwohl es seit langem als Ziel für die Entwicklung antimikrobieller Mittel identifiziert wurde, wurden nur begrenzte Fortschritte bei der Entwicklung selektiver Inhibitoren des Enzyms gemacht.

Dieser Bericht hebt die Fortschritte unseres Labors im letzten Jahrzehnt hervor, um dieses wichtige und einzigartige Enzym zu verstehen. Im Gegensatz zu allen anderen bekannten ThDP-abhängigen Enzymen verwendet die DXP-Synthase einen zufällig sequentiellen Mechanismus, der die Bildung eines ternären Komplexes vor der Decarboxylierung des Lactyl-ThDP-Zwischenprodukts erfordert. Sein großes aktives Zentrum beherbergt eine Vielzahl von Akzeptorsubstraten und eignet sich für eine Reihe alternativer Aktivitäten wie die Produktion von α-Hydroxyketonen, Hydroxamaten, Amiden, Acetolactat und Peracetat. Erkenntnisse aus mechanistischen und Substratspezifitätsstudien haben die Entwicklung selektiver Inhibitoren mit antibakterieller Aktivität geleitet und bieten eine biochemische Grundlage zum Verständnis der DXP-Synthase-Funktion in Bakterienzellen.Obwohl es sich um ein vielversprechendes Wirkstoffziel handelt, stellt die Zentralität der DXP-Synthase im bakteriellen Stoffwechsel besondere Herausforderungen an die Bewertung der antibakteriellen Aktivität von DXP-Synthase-Inhibitoren, und die Anfälligkeit der meisten Bakterien gegenüber aktuellen DXP-Synthase-Inhibitoren ist bemerkenswert vom Kulturmedium abhängig. Trotz dieser Herausforderungen ist die Untersuchung der DXP-Synthase bereit, die Rolle der DXP-Synthase bei der bakteriellen metabolischen Anpassungsfähigkeit während einer Infektion aufzudecken und letztendlich ein vollständigeres Bild davon zu liefern, wie die Hemmung dieses entscheidenden Enzyms zur Entwicklung neuer Antibiotika verwendet werden kann.


5: Bakterieller Stoffwechsel - Biologie

KAPITEL 5
BAKTERIELLE FERMENTATIONEN

Bakterien sind "eine große Gruppe von einzelligen oder mehrzelligen Organismen, denen Chlorophyll fehlt, mit einem einfachen Kern, die sich durch einfache Spaltung schnell vermehren, einige Arten entwickeln eine hochresistente Ruhephase (Sporen) einige Arten vermehren sich sexuell und einige sind beweglich. Sie sind kugel-, stäbchen-, spiral- oder fadenförmig. Sie kommen in Luft, Wasser, Boden, verrottendem organischem Material, Tieren und Pflanzen vor. Saprophytische Formen sind zahlreicher als Parasiten. Einige wenige Formen sind autotroph" (Walker, 1988).

Es gibt mehrere Bakterienfamilien in Lebensmitteln, von denen die meisten mit dem Verderben von Lebensmitteln befasst sind. Die wichtige Rolle von Bakterien bei der Fermentation von Lebensmitteln wird oft übersehen.

Die Milchsäurebakterien sind eine Gruppe von grampositiven Bakterien, nicht atmend, nicht sporenbildend, Kokken oder Stäbchen, die Milchsäure als Hauptendprodukt der Fermentation von Kohlenhydraten produzieren. Sie sind die wichtigsten Bakterien in wünschenswerten Lebensmittelfermentationen und sind verantwortlich für die Fermentation von Sauerteigbrot, Sorghumbier, allen fermentierten Milchsorten, Maniok (zur Herstellung von gari und fufu) und die meisten "eingelegten" (fermentierten) Gemüse. Historisch gesehen sind Bakterien der Gattungen Lactobacillus, Leuconostoc, Pediococcus und Streptokokken sind die wichtigsten Arten. Mehrere weitere wurden identifiziert, spielen jedoch bei der Milchsäuregärung eine untergeordnete Rolle. Milchsäurebakterien wurden kürzlich von Axelsson (1998) überprüft.

Milchsäurebakterien führen ihre Reaktionen – die Umwandlung von Kohlenhydraten in Milchsäure plus Kohlendioxid und andere organische Säuren – ohne Sauerstoff durch. Sie werden als mikroaerophil beschrieben, da sie keinen Sauerstoff verwerten. Aus diesem Grund führen die Veränderungen, die sie bewirken, nicht zu drastischen Veränderungen in der Zusammensetzung der Nahrung. Einige der Familie sind homofermentativ, das heißt, sie produzieren nur Milchsäure, während andere heterofermentativ sind und Milchsäure sowie andere flüchtige Verbindungen und geringe Mengen Alkohol produzieren. Lactobacillus acidophilus, L. bulgaricus, L. plantarum, L. caret, L. pentoacetus, L. brevis und L. thermophilus sind Beispiele für Milchsäure produzierende Bakterien, die an der Fermentation von Lebensmitteln beteiligt sind. Alle Arten von Milchsäurebakterien haben ihre eigenen besonderen Reaktionen und Nischen, aber insgesamt L. plantarum – ein Homofermenter -produziert eine hohe Säure bei allen pflanzlichen Fermentationen und spielt die Hauptrolle. Alle Milchsäureproduzenten sind unbewegliche grampositive Stäbchen, die komplexe Kohlenhydratsubstrate als Energiequelle benötigen. Die von ihnen produzierte Milchsäure hemmt wirksam das Wachstum anderer Bakterien, die das Essen zersetzen oder verderben können. Da die gesamte Gruppe als „Milchsäurebakterien“ bezeichnet wird, scheint es, dass die von ihnen durchgeführten Reaktionen sehr einfach sind, mit der Produktion eines einzigen Substrats. Dies ist weit von der Wahrheit entfernt. Die Milchsäurebakterien sind eine vielfältige Gruppe von Organismen mit einer vielfältigen Stoffwechselkapazität. Diese Vielfalt macht sie sehr anpassungsfähig an eine Reihe von Bedingungen und ist maßgeblich für ihren Erfolg bei der sauren Lebensmittelfermentation verantwortlich.

Trotz ihrer Komplexität beruht die gesamte Grundlage der Milchsäuregärung auf der Fähigkeit von Milchsäurebakterien, Säure zu produzieren, die dann das Wachstum anderer unerwünschter Organismen hemmt. Alle Milchsäureproduzenten sind mikroaerophil, d.h. sie benötigen geringe Mengen an Sauerstoff, um zu funktionieren. Arten der Gattungen Streptokokken und Leuconostoc am wenigsten Säure produzieren. Als nächstes kommen die heterofermentativen Arten von Lactobazillen die mittlere Mengen an Säure produzieren, gefolgt von den Pediokokken und schließlich die Homofermenter der LactobacillusSArten, die am meisten Säure produzieren. Homofermenter wandeln Zucker hauptsächlich in Milchsäure um, während Heterofermenter etwa 50% Milchsäure plus 25% Essigsäure und Ethylalkohol und 25% Kohlendioxid produzieren. Diese anderen Verbindungen sind wichtig, da sie dem Endprodukt besondere Geschmäcker und Aromen verleihen. Die heterofermentativen Laktobazillen produzieren Mannit und einige Arten produzieren auch Dextran.

Leuconostoc mesenteroides ist ein Bakterium, das mit der Sauerkraut- und Gurkenfermentation in Verbindung steht. Dieser Organismus initiiert die erwünschte Milchsäuregärung in diesen Produkten. Es unterscheidet sich von anderen Milchsäurearten dadurch, dass es relativ hohe Salz- und Zuckerkonzentrationen (bis zu 50% Zucker) tolerieren kann. L. mesenteroides initiiert das Wachstum von Gemüse über eine Reihe von Temperaturen und Salzkonzentrationen schneller als alle anderen Milchsäurebakterien. Es produziert Kohlendioxid und Säuren, die den pH-Wert schnell senken und die Entwicklung unerwünschter Mikroorganismen hemmen. Das erzeugte Kohlendioxid ersetzt den Sauerstoff, macht die Umgebung anaerob und eignet sich für das Wachstum nachfolgender Lactobacillus-Arten. Die Entfernung von Sauerstoff trägt auch dazu bei, die Farbe des Gemüses zu erhalten und die vorhandene Ascorbinsäure zu stabilisieren.

Organismen aus dem Gram positiv Propionibakterien Familie sind für den Geschmack und die Textur einiger fermentierter Lebensmittel verantwortlich, insbesondere des Schweizer Käses, wo sie für die Bildung von "Augen" oder Löchern im Käse verantwortlich sind. Diese Bakterien bauen Milchsäure in Essig- und Propionsäure und Kohlendioxid ab.

Mehrere andere Bakterien, z B. Leuconostoc citrovorum L. Dextranicum, Streptococcus lactis, S. Cremis, &Ampere liquefaciens und Brevibakterium Arten sind wichtig bei der Fermentation von Milchprodukten. Sie werden in diesem Manuskript nicht im Detail diskutiert.

5.2.1 Milchsäuregärung

Die Milchsäurebakterien gehören zu zwei Hauptgruppen – den Homofermentern und den Heterofermentern. Die Wege der Milchsäureproduktion unterscheiden sich für die beiden. Homofermenter produzieren hauptsächlich Milchsäure über den glykolytischen Weg (Embden–Meyerhof). Heterofermenter produzieren über den 6-Phosphoglucanat/Phosphoketolase-Weg Milchsäure sowie nennenswerte Mengen an Ethanol, Acetat und Kohlendioxid. Der glykolytische Weg wird von allen Milchsäurebakterien außer Leuconostocs, Laktobazillen der Gruppe III, Oenokokken und Weissellen genutzt. Normale Bedingungen, die für diesen Weg erforderlich sind, sind überschüssiger Zucker und begrenzter Sauerstoff. Axelsson (1998) gibt einen detaillierten Überblick über die biochemischen Wege sowohl für Homo- als auch für Heterofermenter.


Methoden

Stoffwechselmodell

Wir haben das GEM von . konvertiert L. plantarum [28] zu einer stöchiometrischen Matrix, S. Reversible Reaktionen wurden durch eine Vorwärts- und eine Rückwärtsreaktion ersetzt. Als nächstes fügten wir vier Stoffwechselwege hinzu, die für die Kohlenhydratfermentation im Dickdarm entscheidend sind, aber nicht im Netzwerk vorhanden sind: Propionatfermentation, Butyratfermentation, der Acrylatweg und der Wood-Ljungdahl-Weg. Wir verwendeten die Kegg-Datenbank (http://www.genome.jp/kegg) [64], um die notwendigen Reaktionen hinzuzufügen. Für den Wood-Ljungdahl-Weg folgten wir der Übersichtsarbeit [49]. Zusätzliche Datei 6 listet alle Reaktionen und Metaboliten des GEM auf, insbesondere diejenigen, die wir dem GEM von . hinzugefügt haben L. plantarum.

Um die Flüsse durch das metabolische Netzwerk als Funktion der extrazellulären Umgebung zu berechnen, haben wir die Flussbilanzanalyse mit molekularem Crowding (FBAwMC) verwendet [34, 35]. FBAwMC geht davon aus, dass alle Reaktionen durch a im stationären Zustand sind:

wo (vec ) ist ein Vektor aller Metaboliten, (vec ) ist ein Vektor, der den Stoffwechselfluss durch jede Reaktion im Netzwerk beschreibt, und S ist die stöchiometrische Matrix. FBAwMC versucht eine Lösung zu finden (vec ) von Gl. 8, die für eine Zielfunktion unter einer Reihe von Randbedingungen (vec _< ext >leq vec leq vec _< ext >) , mit (vec _< ext >) und (vec _< ext >) die untere und obere Schranke der Flüsse. Darüber hinaus schränkt FBAwMC die Menge an Stoffwechselenzymen in der Zelle ein. Dies führt zu der folgenden Einschränkung

wo ein_equiv frac <>><>>) ist der „Crowding-Koeffizient“, m die Zellmasse, V das Zellvolumen, v ich das Molvolumen der enzymkatalysierenden Reaktion ich und B ich ist ein Parameter, der die Proportionalität zwischen Enzymkonzentration und Fluss beschreibt. Für eine Herleitung von Gl. 9 siehe Ref.-Nr. [34]. V schützen ist eine Konstante (0≤V schützen≤1) stellt den Volumenanteil von Makromolekülen dar, die metabolischen Enzymen gewidmet sind. Wir verwenden einen Wert von V schützen=0,2, gleich dem in [36] verwendeten Wert für andere Bakterien.

Die Crowding-Koeffizienten sind nicht für jede Reaktion im Stoffwechselnetzwerk bekannt. Daher wurden in Anlehnung an Vazquez und Mitarbeiter [35] die Crowding-Koeffizienten zufällig aus einer Verteilung bekannter Crowding-Koeffizienten für ausgewählt E coli basierend auf veröffentlichten molaren Volumina (Metacyc [65]) und Umsatzzahlen (Brenda [46]). Sowohl in den gut gemischten Simulationen als auch in den räumlich expliziten Simulationen haben wir einen unbegrenzten Einstrom von Wasserstoffgas, Wasser, Natrium, Ammonium, Phosphat, Sulfat und Protonen zugelassen. Um die Wachstumsrate zu berechnen, finden wir eine Lösung von Gl. 8, der die Rate der ATP-Produktion maximiert, wenn die Crowding-Beschränkung gegeben ist (Gl. 9). Es hat sich gezeigt, dass die ATP-Produktion ein guter Proxy für die Biomasseproduktion ist [66] und es uns ermöglicht, die zusätzliche Komplexität z. B. des Aminosäurestoffwechsels und des Vitaminstoffwechsels zu vermeiden. Die Wachstumsrate μ wurde dann berechnet, indem die ATP-Produktionsrate durch den Faktor 27,2 geteilt wurde, der Faktor, der für ATP in der Biomassegleichung des Originals verwendet wurde L. plantarum Modell [28].

Gut gemischtes Modell

Simulationen des gut gemischten Modells werden in Matlab mit der COBRA Toolbox [67] durchgeführt. Wir verwenden einen ähnlichen Ansatz wie Ref. [23] um eine Zellpopulation in einer gut gemischten Umgebung zu modellieren. Wir initiierten 1000 Zellen mit Crowding-Koeffizienten für alle ihre Reaktionen, die gemäß der experimentellen Verteilung von E coli (siehe Abschnitt Metabolisches Modell) Wir beginnen mit einer Gesamtbiomassekonzentration (B) von 0,01 Gramm Trockengewicht/Liter (gDW/l), gleichmäßig verteilt auf alle 1000 Metabakterien (d. h. ∀ ich ∈ [ 1,1000]:B ich(0) = 10 –5 g DW/l). Zum Zeitpunkt t=0 starten wir die Umgebung mit einer Glucosekonzentration von 1,0 mM. Zu jedem Zeitschritt die maximale Aufnahmerate für jeden Metaboliten J ist eine Funktion seiner Konzentration, C J(T), wie,

Wir führen dann FBAwMC für alle 1000 Suprabakterien durch und aktualisieren die Konzentrationen aller ausgeschiedenen oder aufgenommenen Metaboliten, da


Wirt – Pathogen-Interaktion: Mikrobieller Metabolismus, Pathogenität und Antiinfektiva

Gottfried Unden studierte Biologie und Chemie an der Ludwig-Maximilians-Universität München, wo er zum Dr. rer. nat. Seit 1993 ist er Professor für Mikrobiologie am Lehrstuhl für Mikrobiologie und Weinforschung der Universität Mainz. Arbeitsschwerpunkte sind der bakterielle Stoffwechsel und seine Anpassung an sich ändernde Umweltbedingungen wie der Wechsel vom aeroben zum anaeroben Stoffwechsel oder die Verwendung von Carbonsäure als Wachstumssubstrat sowie die Funktion bakterieller Sensoren.

Eckhard Thines studierte Biologie an der Universität Kaiserslautern, Deutschland, wo er in Biotechnologie promovierte. Als Postdoc verbrachte er zwei Jahre im Labor von Professor Nicholas Talbot in Exeter, Großbritannien. 2006 wechselte er an das Institut für Biotechnologie und Arzneimittelforschung (IBWF) in Kaiserslautern, Deutschland. Seit 2009 ist er CSO des IBWF und seit 2012 Professor für Biotechnologie und Arzneimittelforschung an der Universität Mainz. Seine Forschungsschwerpunkte sind Fungizidforschung, Wirkmechanismusforschung, Targetidentifikation und -validierung sowie pilzlicher Sekundärstoffwechsel. Des Weiteren interessiert er sich für Wirt/Pathogen-Interaktionen bei pilzlichen Pflanzenkrankheiten, z.B. Esca und Traubenschwarzfäule.

Anja Schuffler studierte Biologie an der TU Kaiserslautern. Ihre Doktorarbeit konzentrierte sich auf die Charakterisierung von pilzlichen Naturstoffen mit antimikrobieller Aktivität. 2010 trat sie der Gruppe von Professor William Fenical am Scripps Institute for Oceanography in San Diego bei, wo sie antibakterielle Naturstoffe aus Streptomyceten untersuchte. 2011 begann sie ein Forschungsstipendium am Institut für Biotechnologie und Arzneimittelforschung (IBWF, Kaiserslautern). Ihre wissenschaftlichen Arbeitsschwerpunkte sind pilzliche bioaktive Naturstoffe und Assayentwicklung, die Biosynthese von Sekundärmetaboliten sowie die Isolierung und Taxonomie von Pilzen.

Paul M. Selzer studierte Biologie, Parasitologie und Biochemie an der Universität Tübingen, Deutschland, wo er auch in Biochemie promovierte. Er verbrachte drei Jahre am Molecular Design Institute und am Parasitology and Tropical Disease Research Laboratory der University of California, San Francisco. Während seiner Karriere hat er als Forscher und wissenschaftlicher Manager für mehrere Pharmaunternehmen gearbeitet und ist derzeit Leiter der Forschung und Entwicklung für Antiparasitika bei Boehringer Ingelheim Animal Health, Deutschland. Außerdem ist er Gastprofessor und Dozent am Biochemischen Institut der Universität Tübingen und Honorarprofessor des Department of Infection, Immunity, and Inflammation der University of Glasgow, UK.


Resultate und Diskussionen

Stabile Unterschiede in mikrobiellen Gemeinschaften zwischen Körperstellen im Laufe der Zeit

Wenn die Proben von Costello et al. [6] und die aktuelle Studie werden direkt verglichen, die Proben gruppieren sich nach Körperhabitaten, was trotz Unterschieden in der Sequenzierungstechnologie (454 und Illumina GA-IIx .) eine hervorragende Übereinstimmung zwischen den Studien zeigt (Abbildung 1a in [6] Abbildung 1b in der aktuellen Studie). ), mittlere Leselänge (229 ± 16 (SD) Nukleotide bzw. 123 ± 17 (SD) Nukleotide) und Region der 16S sequenzierten (V2 bzw. V4). Die UniFrac-Abstände zwischen den 331 Zeitreihenproben, die sowohl auf Illumina als auch auf 454 sequenziert wurden, waren signifikant korreliert, wie durch Procrustes-Analyse von ungewichteten UniFrac-Hauptkoordinatenmatrizen (M2 = 0,161 Monte Carlo P < 0,001 Zusätzliche Datei 1) und Pearson-Korrelation von UniFrac-Abständen für Probenpaare (r = 0,91 P < 0,001). Wie von Costello beobachtet et al. [6], wurden Darm-, Mund- und Hautbakteriengemeinschaften basierend auf einer Hauptkoordinatenanalyse der ungewichteten UniFrac-Abstände zwischen Gemeinschaften als unterschiedlich in ihrer Zusammensetzung gefunden (UniFrac misst die Ähnlichkeit der Gemeinschaft basierend auf dem Grad, in dem sie die Zweiglänge auf einem phylogenetischen Baum teilen). Die Langzeit-Zeitreihen zeigen erstmals, dass diese Körper-Ort-Differenzierung über mehr als ein Jahr hoch stabil ist (Abbildung 1c), aber innerhalb der Orte im Zeitverlauf dynamisch ist (Zusätzliche Dateien 2, 3, 4, 5, 6, 7 , 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15).

Hauptkoordinatenanalyse von ungewichteten UniFrac-Abständen zwischen Proben. (ein) Costello et al. [6] Proben. (B) M3, F4 Zeitreihenstichproben. (C) M3, F4 Zeitreihen, PC1 versus Zeit (Tage). Die Felder (a,b) und (c) zeigen zwei unabhängige Hauptkoordinatenanalysen. Vergleichen Sie den Costello et al. 454 Daten (a) mit den Zeitreihen Illumina-Daten (b) wurden diese Daten in einer einzigen Hauptkoordinatenanalyse von UniFrac-Abständen bei 500 Sequenzen pro Probe erzeugt. Panel (c) enthält nicht die 454-Daten, nutzt also die erhöhte Sampling-Tiefe auf Illumina (gleichmäßig auf 5.000 Sequenzen pro Sample für UniFrac-Berechnungen abgetastet).

Zusätzliche Datei 2: Animation zur Verfolgung der Positionsänderung in PC1 und PC2 mit der Zeit für alle Körperstellen bei beiden Personen. Die in diesem Video präsentierte Ansicht ist direkt mit Abbildung 1a vergleichbar. Hintergrundfarben entsprechen Abbildung 1a. Die M3-Zeitreihe wird als rote Spur (mit der linken Handfläche in Orange) und die F4-Zeitreihe als blaue Spur (mit der linken Handfläche in Weiß) angezeigt. (MOV 1 MB)

Zusätzliche Datei 3: Animation zur Verfolgung der Positionsänderung in PC1 und PC2 mit der Zeit für alle Körperstellen über M3. Die in diesem Video präsentierte Ansicht ist direkt mit Abbildung 1a vergleichbar. Hintergrundfarben entsprechen Abbildung 1a. Die M3-Zeitreihe wird als rote Kurve angezeigt (mit der linken Handfläche in Orange). (MOV 631 KB)

Zusätzliche Datei 4: Animationsverfolgung der Positionsänderung in PC1 und PC2 mit der Zeit für alle Körperstellen über F4. Die in diesem Video präsentierte Ansicht ist direkt mit Abbildung 1a vergleichbar. Hintergrundfarben entsprechen Abbildung 1a. Die F4-Zeitreihe wird als blaue Spur angezeigt (mit der linken Handfläche in Weiß). (MOV 286 KB)

Zusätzliche Datei 5: Animation zur Verfolgung der Positionsänderung in PC1, PC2 und PC3 mit der Zeit für alle Körperstellen bei beiden Personen. Hintergrundfarben entsprechen Abbildung 1a. Die M3-Zeitreihe wird als rote Kurve (mit der linken Handfläche in Orange) und die F4-Zeitreihe als blaue Kurve (mit der linken Handfläche in Weiß) angezeigt. (MOV 2 MB)

Zusätzliche Datei 6: Animation zur Verfolgung der Positionsänderung in PC1, PC2 und PC3 mit der Zeit für alle Körperstellen über M3. Hintergrundfarben entsprechen Abbildung 1a. Die M3-Zeitreihe wird als rote Kurve angezeigt (mit der linken Handfläche in Orange). (MOV 2 MB)

Zusätzliche Datei 7: Animationsverfolgung der Positionsänderung in PC1, PC2 und PC3 mit der Zeit für alle Körperstellen über F4. Hintergrundfarben entsprechen Abbildung 1a. Die F4-Zeitreihe wird als blaue Spur angezeigt (mit der linken Handfläche in Weiß). (MOV 996 KB)

Minimale Hinweise auf ein temporales Kernmikrobiom zwischen oder innerhalb von Körperstellen

Während die Gesamtzusammensetzungsunterschiede zwischen Körperstellen und Individuen relativ stabil waren, deuten unsere Daten auch auf eine überraschend kleine zeitliche „Kernmikrobiota“ innerhalb der Körperstellen einer Person hin (Abbildung 2), wenn wir den „Kern“ als Phylotypen auf Speziesebene in a . definieren gegebenen Körperhabitat, das bei allen Probenahmeereignissen beobachtet wurde. Diese Daten legen ein minimales Kernmikrobiom über die Zeit nahe, wobei die Größe des Kerns abnimmt wie: Mund > Darm > rechte Handfläche ≈ linke Handfläche > über Körperstellen innerhalb eines Individuums > über Körperstellen und Individuen.

Temporales Kernmikrobiom. Anteil der operationellen taxonomischen Einheiten (OTUs) auf Speziesebene, aus denen sich die Kernmikrobiota zusammensetzt, nach Anzahl der Proben, in denen eine OTU vorhanden sein muss, um als Teil des Kerns betrachtet zu werden.

In dieser Tiefe der Sequenzierung sind viele weitere OTUs entweder persistente Community-Mitglieder, die in einem bestimmten Körperhabitat auftreten und über einen längeren Zeitraum verbleiben, aber nicht konsistent genug vorhanden sind, um als Kernmitglieder angesehen zu werden, oder vorübergehende Community-Mitglieder, die in ein Körperhabitat und verschwinden kurz darauf (Abbildung 3). Die Taxa, aus denen sich diese persistenten und transienten Kategorien zusammensetzen, unterscheiden sich erheblich (z. B. M3 Darm: Gunabhängig, 84.78 P = 1,80 × 10 –14). Im M3-Darm werden sowohl die persistenten als auch die transienten Gemeinschaften von Clostridien, Bakteroidien und in geringerem Maße Erysipelotrichi dominiert. Die persistente Gemeinschaft besteht jedoch auch aus Betaproteobakterien und Deltaproteobakterien, während die transiente Gemeinschaft aus Actinobakterien, Gammaproteobakterien, Epsilonproteobakterien und Verrucomicrobiae besteht. Taxonomische Zusammenfassungen der persistenten und transienten Gruppen für alle Körperstellen beider Personen sind in Zusatzdatei 16 enthalten.

Community-Mitgliedschaft. Zusammenfassung der Community-Mitgliedschaft für alle OTUs in (ein) M3 Darm, (B) F4 Darm, (C) M3 Zunge, (D) F4 Zunge, (e) M3 linke Handfläche, (F) F4 linke Handfläche, (g) M3 rechte Handfläche und (h) F4 rechte Handfläche. Punkte sind OTUs, die durch ihre mittlere relative Häufigkeit gefärbt sind, berechnet über alle Proben, in denen sie vorkommen, und Tortendiagramme fassen die Taxa auf Klassenebene zusammen, die als persistente und transiente OTUs beobachtet wurden.

Wir wandten verschiedene Techniken an, um die Möglichkeit zu kontrollieren, dass persistente Gruppen mit transienten Gruppen verwechselt werden, wenn sie gelegentlich unter die Erkennungsschwelle fielen. Erstens haben wir bei der Berechnung der maximalen Anzahl aufeinanderfolgender Beobachtungen für eine OTU eine einzelne Nullzählung für eine OTU als keine Unterbrechung einer Folge von aufeinanderfolgenden Beobachtungen gezählt, vorausgesetzt, dass beide benachbarten Zeitpunkte für diese OTU Zählwerte ungleich Null erreichten. Zweitens haben wir 331 der Zeitreihenproben auf der 454-Plattform neu sequenziert und die Zusammenfassungen der persistenten und transienten Taxa neu berechnet. Wir fanden heraus, dass sich die Zusammensetzung der persistenten Darm- und Mundgemeinschaften bei beiden Individuen zwischen 454 und Illumina trotz eines fast 40-fachen Unterschieds in der Sequenzierungstiefe nicht signifikant unterschied. Die persistenten Palmengemeinschaften waren jedoch in beiden Fällen signifikant unterschiedlich. Ein möglicher Störfaktor bei diesem Vergleich ist der Primer-Bias, da die V2-Region auf 454 sequenziert wurde. Wir führten daher 1.000 Jackknife-Iterationen dieser Analyse durch, indem wir die Illumina-Daten auf 5.000 Sequenzen pro Probe subsampelten und die Zusammensetzung der persistenten Gruppe für jedes Individuum neu berechneten und Körper Lebensraum. In dieser Analyse unterschieden sich sieben der acht Individuen/Körper-Orte-Paare nie signifikant von der Zusammensetzung der persistenten Gemeinschaft auf dem vollständigen Illumina-Datensatz. Die einzige Ausnahme war die F4-Darm-Community, die in etwa der Hälfte der Iterationen signifikant anders war. Bei einer erneuten Probenahme in einer Tiefe von 10.000 Sequenzen pro Probe erzielte die persistente F4-Darmgemeinschaft nie einen signifikanten Unterschied zu der, die im vollständigen Illumina-Datensatz festgestellt wurde. Die vollständigen Ergebnisse dieser Analysen sind in Zusatzdatei 17 dargestellt. Die Einstufung von Gruppen als „persistent“ war daher über Sequenzierungsplattformen und Amplikons hinweg sehr gut reproduzierbar, obwohl es immer noch möglich ist, dass Sequenzierungsfehler oder Taxa mit sehr geringer Häufigkeit gelegentlich unter die Nachweisschwelle fallen könnte zu einer unterschätzten Größe der persistenten Gruppe führen.

Zeitlich dynamische mikrobielle Gemeinschaften und Korrelationen zwischen Körperstellen

Unterschiede der UniFrac-Abstände in der linken und rechten Handfläche zu benachbarten Zeitpunkten beider Individuen waren signifikant korreliert (Pearson-Korrelation für M3, r = 0,69, P = 2,07 × 10 –46 für F4, r = 0,64, P = 3,77 × 10 -16 ), möglicherweise aufgrund des Gleichgewichts der mikrobiellen Gemeinschaften über die Palmen hinweg durch physischen Kontakt. Wir sahen keine Korrelationen zwischen anderen Körperstellen. Während das Ausmaß und die Richtung der Änderung der phylogenetischen Unähnlichkeit zwischen benachbarten Zeitpunkten zwischen den Palmenstandorten korreliert waren, waren die an jeder Hand vorhandenen mikrobiellen Taxa auf Artenebene nicht signifikant korreliert, was frühere Beobachtungen bestätigte, dass zu einem einzigen Zeitpunkt die linke und die rechte Hand einer einzelnen Person können relativ wenige OTUs teilen [13].

Für einzelne Körperstellen waren die Abstände innerhalb des Subjekts geringer als die Abstände zwischen den Subjekten, was auf ein stabiles Muster hindeutet, das über die Körperstellen hinweg konsistent ist und die Unterschiede zwischen den Subjekten über die Zeit hinweg aufweist. Zum Beispiel waren die Entfernungen der Stuhlproben zwischen den Probanden signifikant höher als die Entfernungen der Stuhlproben innerhalb von M3 (t = 15,52 P < 0,001 einseitig, zwei Stichproben T-Test) und die Entfernungen innerhalb von F4 Stuhlproben (t = 33,45 P ≤ 0,001 einseitig, zwei Stichproben T-Prüfung).

Die Dynamik der mikrobiellen Gemeinschaft wird besonders deutlich in Animationen zur Hauptkoordinatenanalyse (Zusätzliche Dateien 2, 3, 4, 5, 6, 7), in denen die Probentypen (Subjekt, Körperstellenkombinationen) als bewegte Spuren vor dem Hintergrund des Costello . dargestellt werden et al. Daten. Die Spuren geben ein unmittelbares Bild der Variabilität innerhalb jeder Körperstelle, der relativen Besonderheit der Stellen und der Subjekte und der relativen Geschwindigkeit der Veränderung an jeder Stelle. Blüten bestimmter Taxa tragen im Laufe der Zeit zu den Unähnlichkeiten innerhalb des Standorts bei, wie zum Beispiel beim Abnehmen und Wachsen der relativen Häufigkeit von Proteobakterien im Darm von sowohl M3 als auch F4 (Zusätzliche Dateien 8 und 9, Stammtafel (blaugrün)). Ähnliche Muster sind auf allen taxonomischen Ebenen und Körperstellen erkennbar (Zusätzliche Dateien 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15). Solche Visualisierungen der Dynamik mikrobieller Gemeinschaften werden Langzeitstudien von variablen klinischen Zuständen, wie entzündlichen Darmerkrankungen oder medikamentösen Behandlungen sowie Änderungen der Ernährung oder des Lebensstils, eine weitere Dimension hinzufügen.


Bakterien und Enzyme verstehen

Die Anpassungsfähigkeit von Bakterien ermöglicht es, bestimmte Stämme für ihre vorteilhaften Eigenschaften zu nutzen. Der natürliche biologische Abbau von organischem Abfall kann durch die Einführung natürlich vorkommender, nicht gentechnisch veränderter, nicht pathogener Bakterien stark verbessert werden. Biologisch abbauende "Spezialisten" werden aufgrund ihrer außergewöhnlichen Enzymproduktion und Langzeitstabilität wissenschaftlich ausgewählt.

In der natürlichen Umgebung spielen sowohl Bakterien als auch die von ihnen produzierten Enzyme eine bedeutende Rolle beim biologischen Abbau: Bakterien produzieren die Enzyme, die für den Stoffwechsel der Nahrungsquelle (organische Abfälle) in Energie notwendig sind, die für das weitere Wachstum des lebenden Organismus notwendig ist. Enzyme erleichtern die Stoffwechselphase, in der komplexe Verbindungen in einfachere zerlegt werden (Katabolismus). Dies wiederum beschleunigt den Prozess der Umwandlung der Nahrungsquelle in eine verfügbare Energiequelle für das Bakterienwachstum und die Reproduktion (und die kontinuierliche Enzymproduktion).

1. Allgemeiner Hintergrund
Obwohl einige Bakterien bestimmte Krankheiten verursachen können, sind viele weitere Bakterien nicht nur harmlos, sondern sogar sehr nützlich. Der positive Einfluss dieser zahlreichen nützlichen mikroskopischen Organismen in unserer Biosphäre ist unberechenbar. Zum Beispiel wäre der Boden ohne Bakterien nicht fruchtbar (und alle Pflanzen und Tiere sind letztendlich auf die Bodenfruchtbarkeit für lebenserhaltende Materialien angewiesen). Verschiedene Bakterienarten sind an der Zersetzung organischer Stoffe, der Fermentation und der Fixierung von atmosphärischem Stickstoff beteiligt. Viele der üblichen Bakterien der Luft, des Bodens und des Wassers sind in der Lage, abgestorbene organische Stoffe, Proteine, Kohlenhydrate, Fette und Fette zu verdauen und Zellulose in einfachere Moleküle zu zerlegen und diese Substanzen zu verwerten. Diese beeindruckende Fähigkeit von Bakterien als Gruppe, eine so große Vielfalt an biochemischen Veränderungen und Endergebnissen hervorzubringen, ist eine der herausragenden Tatsachen der natürlichen Welt.

2. Multiplikationsrate
Unter vernünftigen und geeigneten Wachstumsbedingungen ist die Rate der asexuellen Vermehrung von Bakterien sehr schnell. Es wurde festgestellt, dass sich eine Zelle alle 20 bis 30 Minuten teilt. Unter der Annahme, dass die Bedingungen einer Teilungsrate alle 30 Minuten förderlich sind, hat eine einzelne einzelne Zelle am Ende der ersten Stunde 4 Zellen, 16 am Ende von zwei Stunden und etwa eine Million (1.000.000) bei das Ende von fünfzehn (15) Stunden. Wenn Produkte, die Millionen ausgewählter Bakterien pro Milliliter enthalten, unter geeigneten Bedingungen eingeführt werden, ist das letztendliche Bakterienwachstum astronomisch, und aufgrund der Anwesenheit einer so großen Anzahl von effizienten, nützlichen Bakterien ist die Anwesenheit und das Wachstum weniger produktiver und oft schädliche, natürlich vorkommende Bakterien werden durch Konkurrenzausschluss stark reduziert. Einfach gesagt, die ausgewählten, eingebrachten Bakterien sind effizienter und konkurrieren mit den natürlich vorkommenden Bakterien um die Nahrungsquelle.

3. Bedingungen, die das Wachstum von Bakterien beeinflussen

A. Anforderungen an Lebensmittel. Bakterien müssen aus ihrer Umgebung alle für ihre Stoffwechselprozesse und die Zellvermehrung notwendigen Nährstoffe erhalten. Die Nahrung muss in Lösung sein und in die Zelle gelangen.

B. Temperatur. Für jedes Bakterium gibt es bestimmte Temperatur-Kardinalpunkte, bei denen das Wachstum am schnellsten ist. Obwohl sich verschiedene Bakterienarten stark unterscheiden, liegt die optimale Wachstumstemperatur für die meisten Bakterien zwischen 5 °C und 55 °C (41 °F bis 131 °F). Das Wachstum kann sich bei Temperaturen unter 5 °C (41 °F) verlangsamen und Zellschäden können bei Temperaturen über 60 °C (140 °F) auftreten. Die gewöhnlichen Zellen (keine Sporen) werden bei Temperaturen von 60 bis 80 °C (122 °F bis 140 °F) geschädigt, daher ein einmaliges Sieden einer Flüssigkeit oder sogar eine Pasteurisierung (Anwendung einer Hitze von 63 °C oder 145 °F). ) reicht aus, um sie zu beseitigen. Bakteriensporen müssen jedoch sehr lange bei höheren Temperaturen erhitzt werden, bevor sie geschädigt werden.

C. pH-Wert. Jedes Bakterium hat einen pH-Bereich, in dem Wachstum möglich ist. Das Wachstum findet in Umgebungen mit pH-Werten zwischen 4,5 und 10 statt. Der optimale pH-Wert unterscheidet sich stark zwischen den Arten, aber eine Umgebung, die nahe an neutral (pH 7) gehalten wird, wird die meisten Bakterienarten ernähren.

D. Feuchtigkeit. Bakterien brauchen Feuchtigkeit. Die Bedeutung von Feuchtigkeit für das Bakterienwachstum wird deutlich, wenn man sich klar macht, dass Bakterien keine Mundwerkzeuge haben und ihre gesamte Nahrung durch Diffusion durch die Zellwand ohne ausreichende Feuchtigkeit in löslicher Form aufgenommen werden muss, daher der Einstrom von Nahrung und der Abfluss von Exkrementen wird unmöglich.

e. Sauerstoff. Bakterien verschiedener Art weisen große Unterschiede in ihrem Verhältnis zum Luftsauerstoff auf. Einige brauchen Sauerstoff zum Atmen und können nicht wachsen, wenn dieser nicht bereitgestellt wird. Diese werden als Aerobier bezeichnet. Andere wachsen nur in Abwesenheit von freiem Sauerstoff und können ihn nicht für ihre Atmung verwenden, sie werden Anaerobier genannt. Wieder andere können unter beiden Bedingungen wachsen und werden als fakultativ bezeichnet.

1. Einleitung
Bakterien weisen eine große Vielfalt in ihren physiologischen Aktivitäten auf. Die zur Aufrechterhaltung der Zellaktivität notwendige Energie und die für die Zellneubildung bei der Vermehrung benötigten Baustoffe werden auf vielfältige Weise sichergestellt. Die Energie- und Stoffaufnahme wiederum hängt maßgeblich mit den unterschiedlichen Enzymen zusammen, die von verschiedenen Bakterien produziert werden.

2. Beispiele für Enzymwirkungen
Viele Enzyme werden aus den Zellen, die sie produzieren, ausgeschieden und wirken daher außerhalb der lebenden Zellen ("extra zellular"). Beispielsweise enthalten die Sekrete des Verdauungstraktes von Tieren viele solcher extrazellulären Enzyme. Alle Enzyme des Verdauungstraktes wandeln die komplexen Moleküle der Nahrung in kleinere, einfachere Moleküle um, die leichter in die Bakterienzelle aufgenommen werden können. Der Abbauprozess wird Hydrolyse genannt. Dieser Abbau, der die Umwandlung von Feststoffen in wasserlösliche Substanzen und von großen wasserlöslichen Molekülen in kleinere beinhaltet, ist die Essenz des Verdauungsprozesses.

Einige Bakterien sind in der Lage, Sporen zu bilden. Sporen werden normalerweise gebildet, wenn die Bedingungen für den aktiven Stoffwechsel und die Zellreproduktion unbefriedigend werden. Bakteriensporen sind äußerst stabil und beständig gegen Hitze, Austrocknung, Licht, Desinfektionsmittel und andere schädliche Stoffe als der ursprüngliche vegetative Bakterienorganismus. Sporen können viele Jahre überleben.

Wenn sich geeignetere Bedingungen ergeben, keimt die Spore und entwickelt erneut eine Zelle, die derjenigen ähnelt, die die Spore ursprünglich gebildet hat. Diese neue Zelle beginnt unter günstigen Bedingungen von Feuchtigkeit, Temperatur, pH-Wert und Nahrungszufuhr mit dem aktiven Stoffwechsel, der Fortpflanzung und der Enzymproduktion.

Bakterien in der Natur konkurrieren aktiv um Nährstoffe, und die erfolgreichsten Arten in einem bestimmten Lebensraum werden diejenigen sein, die die vorherrschenden Bedingungen am besten nutzen können. Die eingebrachten, speziell ausgewählten, nützlichen, problemlösenden Bakterien dominieren das System, zu dem sie hinzugefügt werden, und lösen Probleme sicher und wirtschaftlich, indem sie die Ursache des Problems beseitigen (der organische Abfall wird abgebaut, verdaut und metabolisiert).

Gerüche werden durch Eliminieren ihrer Quelle reduziert, wodurch der biochemische Sauerstoffbedarf (BSB), der chemische Sauerstoffbedarf (CSB), die suspendierten Feststoffe (S/S) und die flüchtigen Fettsäuren (VFA) sowie die primären Nebenprodukte dieser Mikroben reduziert werden Abbau sind Wasser (H20) und Kohlendioxid (C02).

Aerobe Bakterien:
Bakterien, die zum Leben und Funktionieren Sauerstoff benötigen.

Anaerobe Bakterien:
Bakterien, die zum Überleben keinen Sauerstoff benötigen, sind in der Lage, in Abwesenheit von Sauerstoff zu leben und zu funktionieren.

Bakterien:
Irgendein aus einer Gruppe von diversen, allgegenwärtigen, mikroskopischen einzelligen Mikroorganismen.

Biochemischer Sauerstoffbedarf I(BSB):
Die Sauerstoffmenge, die Bakterien bei der Verdauung der organischen Abfälle im Wasser benötigen/verbrauchen. Der BSB ist ein relatives Maß für die Wasserqualität, denn je höher der BSB, desto größer ist die Menge an organischem Abfall im Wasser. Zuschläge und Bußgelder richten sich nach dem BSB-Gehalt des Abwassers.

Biologischer Abbau:
Die Verdauung organischer Substanzen durch biologische Wirkung, ein Prozess, an dem normalerweise Mikroben, insbesondere Bakterien, beteiligt sind.

Chemischer Sauerstoffbedarf (CSB):
Die Menge an Sauerstoff, die bei der chemischen Vergärung von organischen Abfällen benötigt/verbraucht wird. Der CSB ist ein relatives Maß für die Wasserqualität, denn je höher der CSB, desto größer ist die Menge an organischem Material im Wasser.

Chemotaxis:
Die Fähigkeit eines Organismus, in diesem Fall Bakterien, eine bestimmte Chemikalie zu erkennen und sich auf sie zuzubewegen. Ausgewählte Bakterien weisen eine positive Chemotaxis auf und wandern zu höheren Mengen biochemischer Nahrungsquellen. Diese Fähigkeit ist besonders dann von Vorteil, wenn es um den effizienten Aufschluss organischer Stoffe geht.

Koloniebildende Einheit I (KBE):
Die mikrobiologische Standardmethode zum Zählen von Bakterien. Die Anzahl lebensfähiger Zellen, die auf einem geeigneten Agarmedium eine Bakterienkolonie bilden.

Enzym: (a/k/a nicht lebender chemischer Katalysator):
Jede von verschiedenen komplexen organischen Substanzen, die von lebenden Mikroorganismen stammen und in der Lage sind, durch katalytische Wirkung bestimmte chemische Veränderungen in organischen Substanzen hervorzurufen. Enzyme sind die chemischen Katalysatoren lebender Zellen.

HINWEIS: Während Bakterien eine Vielzahl von organischem Material verstoffwechseln, sind Enzyme substratspezifisch. Zum Beispiel:

Protease-Enzym katabolisiert („abbaut“) Protein
Amylase-Enzym baut Stärke und Kohlenhydrate ab
Lipase-Enzym baut Fett und Fett ab
Xylanase-Enzym baut Pflanzenmaterial (Xylan) ab
Cellulase-Enzym baut Cellulose ab
Das Urease-Enzym baut Harnstoff ab

Fakultative Bakterien:
Bakterien, die entweder in Gegenwart von Sauerstoff oder in Abwesenheit von Sauerstoff leben und funktionieren können.

Mikrobielle Abbaubarkeit:
Die nützlichen Aktivitäten von Bakterien bei der Durchführung des biologischen Abbaus ausgewählt.

Beweglich:
Bewegungsfähig. Ausgewählte Bakterien sind beweglich, sodass sie sich in ihrer unmittelbaren Umgebung bewegen können.

Spore:
Die inaktive/ruhende, geschützte/resistente Form, die manche Bakterien vorübergehend annehmen können, wenn die Bedingungen für den aktiven Stoffwechsel und die Zellreproduktion nicht zufriedenstellend sind.

Schwebstoffe (SS): Partikel von organischem Abfall, die in Wasser suspendiert sind. Die SS-Werte werden oft verwendet, um die Wasserqualität anzuzeigen.

Flüchtige Fettsäuren I (VFA):
Flüchtige Fettsäuren sind die Verbindungen, die hauptsächlich für die "sauren" oder "ranzigen" Gerüche verantwortlich sind, die von verrottendem organischem Material ausgehen. Das Vorhandensein hoher Mengen an VFAs weist auf einen ineffizienten mikrobiellen Abbau von organischem Abfall hin.


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Bemerkungen:

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