Information

Sinn- und Anti-Sense-Strang


Warum ist der Sense-Strang nur an der Transkription beteiligt, obwohl der Antisense-Strang nur den Komplement-Strang des Sense-Strangs hat?


Die kurze Antwort ist, dass die Transkriptionsmaschinerie nur an der richtigen Ausrichtung bindet. Die Bindung von Proteinen und dergleichen an den Promotor-DNA-Strang wird durch die Sequenz der DNA bestimmt, die Sequenz auf dem Antisense-Strang für ein gegebenes Gen stimmt nicht.


Einer der Gründe, warum DNA doppelsträngig ist – das bedeutet, dass DNA Sense- und Antisense-Stränge hat – besteht darin, eine Kopie zu erstellen.

Während der Transkription werden RNAs unter Bezugnahme auf Antisense-Strangsequenzen transkribiert, wodurch Basenpaare mit Antisense-Strang gebildet werden. Mit anderen Worten, der Sense-Strang macht während der Transkription nichts.


Jeder DNA-Strang kann Sense oder Antisense sein. SWBarnes2 postet, dass die "Transkriptionsmaschinerie nur bei der richtigen Orientierung bindet" und das bestimmt tatsächlich, welcher Strang sinnvoll ist. Beachten Sie jedoch seine wichtige Aussage "die Sequenz ist auf dem Antisense-Strang FÜR EIN GEGEBENES GEN nicht korrekt" (meine Betonung). Wenn Sie sich von Gen zu Gen bewegen, kann der Sense-Strang Stränge austauschen. Kodierungssequenzen können sich überlappen und in entgegengesetzte Richtungen verlaufen, was beide Stränge sinnvoll macht; Dies ist häufiger ein viraler Trick. Sense und Antisense werden durch die Sequenz definiert, die in der RNA gefunden wird, und daher ist die Karte der Sense- und Antisense-Stränge auf der DNA kompliziert. Wenn Sie sich entlang eines DNA-Strangs bewegen, kann ein Strang sinnvoll sein, dann der andere, dann beide, dann keiner.


In Teil (i) identifizierten praktisch alle Schüler die Phosphatgruppe.

Die meisten waren auch in der Lage, die kovalente oder Phosphodiesterbindung zu identifizieren, einige gaben jedoch an, dass es sich um eine H-Bindung handelt.

Diese Frage fiel den meisten Schülern schwer, obwohl einige richtige Antworten schrieben. In einigen Skripten antworteten die Schüler mit 3' &rarr 5', während andere sich nicht auf die beiden Stränge bezogen oder sie mit der Transkription in Verbindung brachten.

Nur wenige Schüler erhielten die volle Punktzahl, da sie die relativen Merkmale nicht verglichen. Zum Beispiel scheint es, dass viele Kandidaten "nackte" DNA so interpretieren, dass sie sich nicht innerhalb einer Kernhülle befindet. Mit dieser Annahme ist es für sie schwieriger, richtige Aussagepaare zu bewerten.


Was ist das Positive-Sense-RNA-Virus?

Positive Sense-RNA-Virus ist eine Art von einzelsträngigem RNA-Virus, dessen genetisches Material virale mRNA ist, die für Proteine ​​kodiert. Das bedeutet, dass sie den Sense-Strang der RNA als Genom enthalten und dieser leicht in Proteine ​​übersetzt werden kann. Daher erfordert positive Sense-RNA keine RNA-Polymerase, die im Virion verpackt ist. Das 5'-Ende des Genoms ist entweder mit einer Kappe versehen oder nackt, während das 3'-Ende polyadenyliert oder nackt ist. Poliovirus, Hepatitis-C-Virus, Dengue-Virus, SARS, West-Nil-Virus, Echovirus und Coxsackie-Virus sind Beispiele für positive Sense-RNA-Viren. Eine elektronenmikroskopische Aufnahme des Hepatitis-C-Virus ist in gezeigt Abbildung 1.

Abbildung 1: Hepatitis-C-Virus

Die Replikation der Positive-Sense-RNA-Viren erfolgt über das doppelsträngige RNA-Zwischenprodukt. Bei der Infektion werden die für die virale Replikation kodierten Polyproteine ​​translatiert. Die Replikation der einzelsträngigen RNA führt zur Bildung eines RNA-Duplex, der wiederum in einzelsträngige positive genomische mRNA transkribiert wird.


Ist der Antisense-Strang der gleiche wie der führende Strang? DNA verwirrt mich.

Sie beschreiben verschiedene Dinge. Antisense bedeutet nur, dass es die komplementäre Sequenz zu einer bestimmten Sequenz/einem fraglichen Gen ist. Führende und nacheilende Stränge kommen während der DNA-Replikation ins Spiel.

Ach ich verstehe. Sie beziehen sich aber auf denselben Strang, aber je nach Kontext. Dankeschön.

Antisense-Strang ist der zur mrna-Sequenz für ein spezifisches Protein komplementäre Strang.

Der führende Strang ist der Strang, der auf einmal repliziert wird, im Gegensatz zum nachlaufenden Strang, der in Okazaki-Fragmenten repliziert wird.

Antisense-Strang betrifft die Transkription und Translation, während der führende Strang die DNA-Replikation betrifft.

richtige Antwort, außer dass sich Antisense auf den Strang bezieht, der nicht als Matrize für die Transkription verwendet wird: es gilt für alle Transkripte, unabhängig davon, ob sie für ein Protein kodieren oder nicht.

Wenn Sie sich auf ein bestimmtes Gen beziehen, ist der Antisense-Strang der Matrizenstrang, da die RNA-Polymerase diesen Strang verwendet, um ein RNA-Molekül für das interessierende Gen zu erzeugen. Es ist Antisense, weil es komplementär zu dem RNA-Molekül ist, für dessen Herstellung es verwendet wurde. Führender und nacheilender Strang werden verwendet, um sich auf DNA-Stränge zu beziehen, wenn die Replikation stattfindet. Es ist jedoch ein wenig verwirrend, weil nicht wirklich nur der eine oder andere Strang vor- oder nacheilt. Es ist eher wie an bestimmten Stellen der DNA, es ist geöffnet und die Replikation erfolgt auf einem Strang schneller und auf dem anderen langsamer. Aber an einer Stelle kann der oberste Strang nacheilen, während eine andere Stelle desselben Strangs führen würde.


Sinn und Antisense

Sense und Antisense sind Teil der Bausteine ​​der DNA-Doppelhelix, Basenpaare tragen zur inneren Struktur von RNA und DNA bei. Um die helikale Struktur der Konstanten, die unabhängig von der Nukleotidsequenz ist, die Wasserstoffbrückenbindungen des DNA-Strangs beizubehalten, wird Watson – durch das spezifische Muster bestimmt (Thymin – – Adenin und Cytosin Guanin) Crick-Basenpaare. Die komplementäre Natur der Basenpaarstruktur liefert eine Sicherungskopie aller genetischen Informationen, die in doppelsträngiger DNA kodiert sind. Datenredundanz und regelmäßige Struktur durch die Doppelhelix-DNA-DNA, die für die Speicherung genetischer Informationen geeignet gemacht wurde, Basenpaarung zwischen Nukleotiden und DNA erhalten, die Sequenz des DNA-Polymerase-Gegenstrangs ist, ich nannte “antisense” Reihenfolge. In der können verschiedene Teile des gleichen DNA-Strangs (d. h. einschließlich der Sense- und Antisense-Sequenzen zu den beiden Ketten) Sense- und Antisense-Sequenzen vorhanden sein. In Prokaryoten und Eukaryoten, um eine Antisense-RNA-Sequenz zu erzeugen, sind RNA-Funktionen diese nicht ganz klar. Ein Vorschlag ist, dass es an der Regulation der Genexpression durch Basenpaar-RNA-RNA-Antisense-RNA beteiligt ist.

Sequenzen von Prokaryoten und Eukaryoten von DNA und einem Virus oder Plasmid, verwischt die Unterscheidung zwischen den Sense- und Antisense-Strängen durch eine Genüberlappung. In diesen Fällen werden die DNA-Sequenzen von mehreren doppelten Aufgaben kodiert, die die Proteinmoleküle von einem Strang führen, und ein zweites Protein in entgegengesetzter Richtung entlang des anderen Strangs gelesen werden. In Bakterien kann diese Überlappung an der Regulation der Gentranskription beteiligt sein, während gleichzeitig die Informationsmenge erhöht wird, die Viren sein können, die Genduplikation wird in einem kleinen viralen Genom kodiert.

Der Molekularbiologe nennt die Kette (oder Plus (+)) der DNA Sinn, wenn die Version derselben RNA-Sequenz in ein Protein übersetzt oder translatiert wird. Der komplementäre Strang Antisense – genannt () oder negativer Sinn (). Phrasenkodierender Strang tritt gelegentlich auf, indem er in beide Richtungen von der Promotorregion des Common transferiert wird in der Kette).

Komplementärstränge von zwei doppelsträngigen DNA (dsDNA) werden als Kette “anti-sense” und normalerweise “sense” Strang getrennt. Im Sense-Strang ähnelt die DNA der (mRNA) RNA, das menschliche Auge (z. B. ATG-Codon = Methionin-Aminosäure) kann verwendet werden, um den erwarteten Proteincode zu lesen. Die DNA des Sense-Strangs selbst wird jedoch nicht zur Herstellung von Proteinen durch die Zelle verwendet. Dies ist ein Antisense-DNA-Strang, der als Quelle für eine Proteinquelle dient, die als Matrize der basenkomplementäre DNA-Strang-Sense-mRNA verwendet wird. Da der Transfer zu einer zum RNA-Strang DNA-Template komplementären mRNA führt, ist diese komplementär zum Antisense-DNA-Strang. Ich habe die (Proteinsynthese) Translation dieser mRNA verwendet.

Daher ist es möglich, den Sense- und Antisense-5′-August 3 ‘Basen-Nukleotidtriplett 3’-TAC-5 des Antisense-Strangs der DNA “(Methionin-August-Codon, das Startcodon) im Triplett zu verursachen mRNA im Einsatz als Matrize Die. Distance Sense DNA ist, wird das ATG-Triplett haben, das genau so aussieht wie im August, aber nicht zur Herstellung von mRNA verwendet werden soll, es ist die Wirkung von DNA-Strängen. Methionin kann nicht als “sense” bezeichnet werden, da es verwendet wird, das Protein ist keine Spirale, es liegt daran, dass das Codon eine ähnliche Sequenz wie die Proteinsequenz hat.

Wenn Sie die Bedeutung von “bedeutung” nicht verstehen. Wenn Sie die Komplementarität nicht verstehen, kann dies für die Schüler verwirrend sein. bevor der Vertrag zustande kommt, um weitere Verwirrung zu stiften, stimmt “nonsense” nicht mit dem DNA-Strang überein, genannt “sense”, den ältesten Lehrbüchern. In der biologischen Forschung können kurze Antisense-Moleküle, die die Expression von Genen verändern, mit einem komplementären Nukleinsäurestrang umgesetzt werden. Bitte beachten Sie im Folgenden das “Antisense-Oligonukleotid”.

DNA kann verwendet werden, um das Seil in einem Prozess namens DNA-Supercoiling zu verdrehen. DNA und ist ein “entspannter” Zustand, im Fall der DNA werden Twist-Stränge enger um die Achse der Doppelhelix, die normalerweise alle 10,4 Basenpaare Kette noch einmal locker gewickelt sind. Wenn es in Richtung der Spirale verdreht wird, ist das eine positive Supercoiling, DNA, die Basen fest voneinander gehalten wird. Sind sie in die entgegengesetzte Richtung verdreht, ist dies eine Superspule negativ, die Basis dissoziiert leicht. In der Natur ist die DNA meist etwas tiefer gewunden und wird von einem Enzym namens Topoisomerase eingeführt. Diese Enzyme werden benötigt, um den Torsionsstress abzubauen, der bei der Übertragung und Replikation der DNA in den DNA-Strang eingeführt wurde.

Antisense-RNA ist ein RNA-Transkript, das zur endogenen mRNA komplementär ist. Mit anderen Worten, dies ist ein nicht-kodierender Strang, zusätzlich zu der kodierenden Sequenz der RNA, die mit den Negativ-Sense-RNA-Viren identisch ist. Die Einführung eines Gens, das für Antisense-RNA kodiert, ist eine Technik, die verwendet wird, um die Expression des Gens zu blockieren. Antisense-RNA, die radioaktiv markiert ist, kann verwendet werden, um die Transkriptionsniveaus von Genen in verschiedenen Zelltypen anzuzeigen. Die Art des alternativen Teils der Struktur des Antisenses, die Antisense-Therapie mindestens eines für die Anwendung am Menschen zugelassenen Antisense-Verwandts, wurde experimentell behandelt.

Bei der Bildung einer doppelsträngigen RNA und komplementären Antisense-Sequenzen wird die Translation von mRNA blockiert. Dieser Prozess hängt mit der RNA-Interferenz zusammen. Um die Expression spezifischer Gene zu verhindern, können Antisense-Nukleinsäuremoleküle experimentell verwendet werden, um an mRNA zu binden. Die Antisense-Therapie wird in der US-amerikanischen Food and Drug Administration entwickelt. Zellen können verwendet werden, um Antisense-RNA-Moleküle zu erzeugen, die mit natürlich komplementären mRNA-Molekülen wechselwirken, um deren Expression zu hemmen. Es wird ein Mechanismus zum Replizieren der DNA-, RNA-Polymerase-Transkription von DNA in RNA bereitgestellt. DNA-bindende Proteine ​​können viele ein spezifisches Muster eines Paares spezifischer typspezifischer regulatorischer Regionen des Gens erkennen.

In einzelsträngiger Nukleinsäure kann eine intramolekulare Basenpaarung auftreten. (zB AA oder GU), um die verschiedenen Interaktionen des Klicks zu ermöglichen, Watson – – Nicht-Watson und Bildung der doppelhelikalen kurzen Kette Dies umfasst ein (AS und GC) Crick-Basenpaare, RNA-Moleküle (zB , RNA ist besonders wichtig in Transfer-RNA), kann in eine Vielzahl von dreidimensionalen Strukturen eines bestimmten gefaltet werden. Ferner wurde zwischen der Messenger-RNA-Basenpaarung transkribierte RNA und die (tRNA) und (mRNA) als Ergebnis der Basensequenz der mRNA, die molekularen Erkennungsereignissen zugrunde liegt, in die Aminosäuresequenz des Proteins translatiert.

Die DNA, weil sie doppelsträngig ist Generell wird in vielen Fällen die Größe des gesamten Genoms eines Organismus oder einzelner Gene in Basenpaaren gemessen. Daher ist die Anzahl der Basenpaare insgesamt die Anzahl der Nukleotide in einem der Drähte (mit Ausnahme der nicht-kodierenden Region eines Telomerstrangs). Schätzungen (23 Chromosomen) lang und etwa 3,2 Milliarden Basenpaare im haploiden menschlichen Genom, und enthält die verschiedenen Gene von 25.000 bis 20.000. Kilobasen (KB) ist eine molekularbiologische Einheit, die 1000 Basenpaaren von RNA oder DNA entspricht.

In der Doppelhelix der DNA ist jede Art von Nukleinsäure-Base der Base 1 Kettenglied an den einzigen anderen Kreisläufen. Dies wird als Hilfsbasenpaar bezeichnet. Hier bilden Purine Wasserstoffbrücken Thymin, Adenin, Pyrimidin kleben Guanin Cytosin durch Wasserstoffbrücken gebunden nur drei Wasserstoffbrücken und nur zwei. Diese Anordnung von zwei Nukleotidbindungen wird in der Doppelhelix als Basenpaare bezeichnet. Wasserstoffbrückenbindungen sind keine kovalenten Bindungen, es ist möglich, sie zu trennen und relativ leicht zu rekombinieren. Beide Stränge der DNA-Doppelhelix lassen sich durch zippen, bzw. durch hohe Temperatur und mechanische Kräfte öffnen. Aufgrund dieser Komplementarität wiederholen sich alle Informationen in den Helices der zweisträngigen DNA-Sequenz in jedem Abschnitt und sind für die DNA-Replikation essentiell. Tatsächlich ist eine spezifische Wechselwirkung mit dieser reversiblen, für alle Funktionen der DNA in lebenden Organismen zwischen komplementären Basenpaaren wichtig.


Sinn- und Antisense-Strang - Biologie

Ein für ein Protein kodierendes DNA-Segment weist gewöhnlich einen "Sense"-Strang und einen komplementären "Antisense"-Strang auf, der als Matrize für die RNA-Polymerase dient. Herkömmlicherweise wird davon ausgegangen, dass der Sense-Strang das Protein kodiert, da er dieselbe Sequenz wie die mRNA aufweist. Es wurde auf die Möglichkeit langer offener Leserahmen im Antisense-Strang hingewiesen, die "Antisense"-Proteine ​​kodieren könnten (Meckler 1969 Biro 1981a, b Blalock und Smith 1984 Merino et al. 1994). Codons für hydrophile und hydrophobe Aminosäuren auf dem Sense-Strang können manchmal im Raster durch Codons für hydrophobe und hydrophile Aminosäuren auf dem Antisense-Strang ergänzt werden. Darüber hinaus können Antisense-Proteine ​​manchmal mit hoher Spezifität mit den entsprechenden Sense-Proteinen interagieren (Blalock und Bost 1986, Blalock 1990 Clarke und Blalock 1991). Die Wechselwirkungen beinhalten multiple Kontakte entlang der Länge der Polypeptidketten (Tropsha et al. 1992).

Yomo und Mitarbeiter (1992) interpretierten die Entdeckung langer offener Antisense-Leserahmen in bestimmten Plasmidgenen als Hinweis darauf, dass eine "unbekannte Kraft" die Rahmen vor Mutationen schützt, die Stoppcodons erzeugen. Kürzlich haben Yomo und Urabe (1994) diese Argumente unter Berücksichtigung der Beobachtung verallgemeinert, dass die Frequenzen der einzelnen Codons in Sense-Strängen oft ihren Frequenzen in den Antisense-Strängen ähnlich sind (wenn in der gleichen Phase und mit der richtigen Polarität gelesen Alff- Steinberger 1984, 1987 Yomo und Ohno 1989). Andere haben vorgeschlagen, dass sich der genetische Code ursprünglich entwickelt haben könnte, um die gleichzeitige Entstehung von Sense- und Antisense-Peptiden zu begünstigen (Alff-Steinberger 1984 Zull & Smith 1990 Konecny ​​et al. 1993).

Die physiologische Relevanz von Antisense-Phänomenen auf RNA-Ebene ist gut belegt (z. B. Tomizawa 1984). Umstrittener sind jedoch Antisense-Phänomene auf Proteinebene (Goldstein und Brutlag 1989, Eberle und Huber 1991 Tropsha et al. 1992 Moser et al. 1993). Ich weise hier darauf hin, dass viele Antisense-Phänomene auf Proteinebene als zufällige Nebenprodukte von . interpretiert werden können

(i) die Evolution der Interaktionen zwischen mRNA-Codons und tRNA-Anticodons (Eigen & Schuster 1978),

(ii) die Feinabstimmung der Basiszusammensetzung zur Vermeidung inter Speziesrekombination ("GC/AT-Druck" Filipsky 1990) und

(iii) die Feinabstimmung des stammschleifenbildenden Potenzials zur Förderung von intra Speziesrekombination ("Faltendruck" Forsdyke 1995b-d).

Non-Stop-Frames verwenden denselben Frame wie ORFs

Ein langer offener Leseraster kann nur im Antisense-Strang existieren, wenn keine Stoppcodons vorhanden sind. Gemäß der Konvention von Yomo et al. (1992) bezeichne ich solche Frames hier als Nonstop-Frames (NSFs), um sie von den offenen Leserahmen (ORFs) des Sense-Strangs zu unterscheiden.

Unter Berücksichtigung des Kontexts der Wechselwirkungen zwischen Codons und ihren verwandten tRNA-Anticodons wurde vorgeschlagen, dass sich der moderne genetische Code aus einem prototypischen Triplett-Code allgemeiner Form entwickelt hat RNY, wo R ist eine Purinbase, n ist eine beliebige Basis, und Ja ist eine Pyrimidinbase (Eigen und Schuster 1978 Bossi und Roth, 1980). Spuren dieses Codes scheinen in einigen modernen Genen vorhanden zu sein und können manchmal verwendet werden, um ORFs vorherzusagen (Shepherd 1982). Daher können wir zur Vereinfachung eine DNA-Sequenz, die ein Protein kodiert, als eine Reihe von schreiben RNY Codons.

Abb. 1 . Der vorgeschlagene prototypische Triplett-Code (RNY) sagt eine einzigartige Beziehung zwischen Leserahmen in Sense- und Antisense-Strängen der DNA voraus. CSF1, CSF2, CSF3 beziehen sich auf die drei Rahmen im kodierenden Sinnstrang. CAF1, CAF2, CAF3 beziehen sich auf die drei entsprechenden Rahmen in einem kodierenden Antisense-Strang. Kästchen mit Pfeilen zeigen die Polarität der Codierungstripel (5'--> 3').

1 zeigt dies für die drei Frames in einem kodierenden Sense-Strang (CSF1, CSF2, CSF3) und für die drei entsprechenden Frames in einem kodierenden Antisense-Strang (CAF1, CAF2, CAF3). Es ist ersichtlich, dass der ORF mit der Bezeichnung CSF1 der nur Rahmen im Sinnesstrang, der entspricht RNY. In ähnlicher Weise ist CAF1 der einzige Frame im Antisense-Strang, der entspricht RNY. Daher sollte sich ein Antisense-NSF normalerweise im gleichen Rahmen wie der entsprechende ORF befinden (Alff-Steinberger 1987). Es ist auch zu sehen, dass CSF2 (NYR) entspricht CAF3, nicht CAF2. Ebenso CSF3 (YRN) entspricht CAF2, nicht CAF3. Dies wurde kürzlich von Yomo und Urabe (1994) in einer Studie über lange Codon-Sätze bestätigt, die durch Kombination erzeugt wurden E coli kodierende Regionen in eine lange Sequenz. Somit stimmen ihre Ergebnisse mit dem Vorschlag eines prototypischen RNY Code, sowie mit der Existenz von Genen im Antisense-Strang (wie sie vermuten).

Wenn keine Stoppcodons (SCHILD, TAA, TGA) im NSF, dann kann es keine komplementären Codons (CTA, TTA, TCA) im entsprechenden ORF. CTA und TTA Code für Leucin. TCA Codes für Serin. Diese beiden Aminosäuren kommen häufig in Proteinen vor. Mit Ausnahme eines unwahrscheinlichen ORF ohne Leucin oder Serin hängt daher, ob es einen langen NSF geben wird, davon ab, welche synonymen Codons für Leucin und Serin im entsprechenden ORF verwendet werden. Leucin und Serin sind zwei der drei Aminosäuren, für die es sechs synonyme Codons gibt. Ein wichtiger Faktor, der die Codonwahl bestimmt, ist der artspezifische Druck auf ein Genom, eine bestimmte (g+C)% Basiszusammensetzung ("GC/AT Druck", rezensiert von Filipski 1990). BEI-reiche Codons werden selten bei Arten mit einem hohen (g+C)% (d. h. RNY ist gewöhnlich GNC).

In Abbildung 2a sind die kombinierten durchschnittlichen Häufigkeiten der Verwendungen von CTA, TTA und TCA als Codons in Sätzen von Genen verschiedener Spezies gegen die entsprechenden durchschnittlichen Prozentsätze von g+C in kodierenden Regionen berechnet aus der Häufigkeit und GC Inhalt aller Codons jedes Gensatzes. Letzteres sollte ein Maß für GC/AT Druck. Die Daten stammen aus den Codon-Nutzungsprofilen der Spezies von Wada et al. (1990). Die rechte Ordinate zeigt die durchschnittliche Länge der NSF, die bei bestimmten Werten der Verwendung von . erwartet wird CTA, TTA und TCA. Somit impliziert eine 1%ige Nutzung der Codons eine durchschnittliche NSF von 100 Codons. Ein extremes Beispiel ist Rhodobakterien Kapsel (RCA), die verwendet CTA, TTA und TCA mit einer Häufigkeit von nur 0,05%, was eine durchschnittliche NSF von 2000 Codons in den 21 von Wada et al. untersuchten Genen impliziert. (1990).

Abb. 2 . Die potenzielle Länge der offenen Leserahmen im Antisense-Strang (NSF) nimmt zu, wenn (g+C)% der Gesamtcodons steigt. Codon-Verwendungstabellen für verschiedene Spezies wurden verwendet, um die Summe der Häufigkeiten von (a) der Codons . zu berechnen CTA, TTA und TCA, die die Komplemente der Stoppcodons sind (SCHILD, TAA, TGA) und (b) die Codons GTA und AN EINER, die Mitglieder der Menge von Codons der allgemeinen Form sind NTA. Aus Kenntnis der Frequenz und GC Inhalt einzelner Codons, die Gesamt GC Der Inhalt der kodierenden Regionen, die zur Konstruktion der Tabellen verwendet wurden, wurde ebenfalls berechnet (Abszisse). Datenpunkte für einzelne Arten werden als ausgefüllte Kreise angezeigt. Datenpunkte für Plasmidgene, die Enzyme codieren, die Nylon-Oligomere abbauen, sind als Dreiecke gezeigt.

Als die (g+C)% steigt, bevorzugte Codons werden zunehmend GC-reich, und die kombinierte Verwendung der BEI-reiche Codons CTA, TTA und TCA nimmt ab. Es wurde empirisch festgestellt, dass zwischen dem Logarithmus der Summe der Prozentsätze von CTA, TTA und TCA, und der Durchschnitt (g+C)% der entsprechenden kodierenden Regionen. Allerdings bei hoher g+C Prozentsätze, Werte für die Häufigkeit von CTA+TTA+TCA für zwei Arten, Azotobacter vinelandii (AVI) und Rhodobacter capsulatus, unterhalb der unteren Grenze des 95 %-Vorhersageintervalls (geschätzt mit der Minitab-Statistiksoftware Ryan und Joiner 1994). TCA beteiligt sich gleichberechtigt mit CTA und TTA in der Häufigkeit überproportional bei hohen (g+C)% bei diesen Arten. Eine Spezies mit mehr GC-reiche Codons, Streptomyces (STM) bleibt nahe der Regressionsgerade.

Die Divergenz zeigt sich auch bei GC-reiche Plasmidgene (dargestellt als Dreiecke), die bakterielle Nylon-abbauende Enzyme kodieren (Yomo, Urabe und Okada 1992). Außer dem Gen NA26AHDH, die Werte für die Summe der Prozentsätze von CTA+TTA+TCA da Codons in diesen Genen null sind (entsprechend einem vollständig offenen Durchschnitt von NSF). Der Wert für NA26AHDH liegt nahe der Regressionslinie und entspricht einer durchschnittlichen NSF von 400 Codons. Der Unterschied zwischen NA26AHDH und die anderen Plasmidgene sind nur auf einer Kodon (TCA ist einmal vorhanden NA26AHDH). In einer Reihe von nur vier Genen ist dieser Unterschied statistisch nicht signifikant, so dass die Annahme nicht unterstützt wird, dass es einen speziellen Mechanismus gibt, der die Plasmid-NSFs vor akkumulierenden Mutationen schützt, die Stoppcodons erzeugen (Yomo et al. 1992-1994). Man könnte erwarten, dass ein solcher spezieller Mechanismus nur CTA, TTA und TCA. In den Plasmiden gibt es jedoch nicht nur für diese Codons Nullhäufigkeiten, sondern auch für sieben der acht Codons der allgemeinen Formeln W3 (z.B. TTT, AN EINER, etc.) und von etwa der Hälfte der 24 Codons der allgemeinen Formel W2S (z.B. AGA, TGT, etc.). Es scheint wahrscheinlich, dass die Plasmidgene, wie von Ikehara und Okazawa (1993) vorgeschlagen, lediglich auf GC/AT Druck und nicht auf irgendeine "unbekannte Kraft".

Unter der Annahme, dass die beobachtete Regressionslinie (Abb. 2a) die Beziehung zwischen GC/AT Druck und die Frequenzen von CTA+TTA+TCA, dann scheinen Arten, deren Frequenzen dieser Codons nahe an der Regressionslinie liegen, einfach auf zu reagieren GC/AT Druck. Die Spezies, deren Frequenzen der Codons bei hohen deutlich unterhalb der Linie divergieren GC/AT Druck würde dem Postulat der "unbekannten Kraft" eine gewisse Glaubwürdigkeit verleihen.

Die durchschnittliche NSF für alle die 37 Gene von Azotobacter vinelandii, und für alle die 21 Gene von Rhodobacter capsulatus (die von Wada et al. 1990 untersucht wurden) ist größer als von der Regressionsgerade vorhergesagt. Die "unbekannte Kraft" scheint auf alle Gene dieser Spezies gewirkt zu haben. Es erscheint unwahrscheinlich, dass alle 58 Gene eine ausreichende Flexibilität bei der Codierung des Sense-Strangprodukts aufweisen, um die Evolution eines nützlichen Antisense-Strangprodukts zu ermöglichen. Daher hat entweder der Druck, jedes Antisense-Protein zu bilden, nicht dazu geführt, dass diese Gene CTA, TTA und TCA verlieren, oder der einzige Weg, wie der Druck zur Bildung von Antisense-Protein wirken kann, besteht darin, zahlreiche "unschuldige Zuschauer"-Gene auf dieselbe Strategie zu verpflichten, d.h. die Evolution eines bestimmten Antisense-Produkts war so vorteilhaft, dass alle Gene im Organismus auf eine "unbekannte Kraft" reagieren mussten, um das Potential zu erlangen, ein Antisense-Produkt zu erzeugen. Alternativ könnten die Organismen auf eine intrinsische speziesspezifische "unbekannte Kraft" reagieren, deren blinde Folgen NSFs länger als vorhergesagt von (g+C)%.

Rolle für den TpA-Druck bei Rhodobacter?

In Rhodobacter capsulatus zwei Codons der allgemeinen Form NTA (CTA und TTA) Nullfrequenz haben und TCA hat eine Häufigkeit von 0,05%. Letzterer Wert ist der niedrigste aller von Wada et al. (1990), außer Azotobacter vinelandii (0,01%). Die niedrigen Werte sind für diese drei Codons nicht spezifisch. Abbildung 2b zeigt graphische Darstellungen der kombinierten Häufigkeiten von zwei anderen Codons der allgemeinen Form NTA (GTA, codierung von valin AN EINER, Isoleucin kodierend). Wie in Abbildung 2a liegen die meisten Datenpunkte nahe der Regressionslinie. Der Punkt, der entspricht Rhodobacter capsulatus unterhalb der Regressionsgerade divergiert. Tatsächlich ist bei dieser Art die Verwendung von GTA + AN EINER Null ist, was jenseits des 95%-Vorhersageintervalls liegt (Ryan und Joiner 1994). Somit ist es möglich, dass die Divergenz zum Teil auf ” TpA Druck ", der ein "bekannter", aber nicht gut verstandener Druck ist (Nussinov 1984 Alff-Steinberger, 1987 Barrai et al. 1991). Der TpA-Druck beeinflusst alle Codons allgemeiner Formen NTA und BRÄUNEN (Forsdyke, 1995d).

Der Punkt, der entspricht Azotobacter vinelandii näher an der Regressionslinie liegt und innerhalb des 95 %-Vorhersageintervalls liegt. Bei dieser Art ist der durchschnittliche Verbrauch von GTA und AN EINER sind 0,27 % bzw. 0,06 %. In Bezug auf diese Codons reagiert dieser Organismus möglicherweise einfach auf GC/AT Druck. Daher TpA Druck scheint die niedrigen Niveaus von . nicht zu erklären CTA und TTA in Azotobacter vinelandii. Hier kann das Postulat "unbekannte Kraft" gültig sein.

Ähnliche Codon-Frequenzen in Sense- und Antisense-Strängen

Sense- und Antisense-Stränge weisen in verschiedenen Organismen ähnliche Codonfrequenzen auf (Alff-Steinberger 1984, 1987). Darüber hinaus können Trinukleotide mit dem Potenzial hydrophile Aminosäuren (z. GAA Glutamat), kommen in ungefähr der gleichen Häufigkeit vor wie ihre Komplemente, die oft das Potenzial haben, hydrophobe Aminosäuren zu kodieren (z. UUC Phenylalanin). Untersuchungen zur Häufigkeit von Dinukleotiden (Nussinov 1984), Trinukleotiden (Yomo und Ohno 1989 Ohno und Yomo 1991) und höheren Oligonukleotiden (Pradhu 1993) zeigen jedoch, dass dies ein allgemeines Merkmal von DNA-Sequenzen ist, beide Codierung und in Nichtcodierung.

Eine von Nussinov (1982) vorgeschlagene Erklärung dafür war, dass DNA zahlreiche invertierte Wiederholungen enthalten könnte. Diese würden der DNA die Fähigkeit verleihen, kreuzförmige Stamm-Schleifen-Strukturen zu bilden. Tatsächlich legen Beweise, die durch den Vergleich der optimalen gefalteten Strukturen von "Fenstern" in natürlichen Sequenzen mit den optimalen gefalteten Strukturen derselben Fenster, in denen die Basenreihenfolge randomisiert wurde, erhalten wurden, nahe, dass alle DNA-Sequenzen unter einem evolutionären Selektionsdruck standen, um zu maximieren die Fähigkeit, lokale Stamm-Schleifen-Strukturen zu bilden ("Faltendruck"). Dies betrifft sowohl proteinkodierende als auch nicht-kodierende Regionen (Introns und intergene Regionen Forsdyke 1995b,c).

Abb. 3 . Wenn in Exons Palindrome vorhanden sind, besteht die Möglichkeit, dass Sense- und Antisense-Proteine ​​gemeinsame Motive aufweisen. Oberer, höher: Codons in Duplex-DNA, die kreuzförmige Konfigurationen angenommen hat, sind wie in Abbildung 1 als Kästchen mit Pfeilspitze dargestellt. Die jedem Codon entsprechenden Aminosäuren sind in Fettschrift dargestellt. Untere: Aminosäuresequenz der Sense- und Antisense-Proteine, abgeleitet von der obigen DNA-Sequenz. Aminosäuren in Kästchen stellen Motive dar, die in beiden Sequenzen vorhanden sind.

Die automatische Konsequenz daraus für Proteinsequenzen wurde von Ohno und Yomo (1991) aufgezeigt und ist in 3 dargestellt. Einige Motive, die in Sense-Strang-abgeleiteten Proteinen vorhanden sind, werden auch auf den Antisense-Strang-abgeleiteten Proteinen vorhanden sein. Somit können die Eigenschaften des letzteren einige von denen des ersteren umfassen. Da Proteine ​​unter geeigneten Bedingungen zur Selbstaggregation induziert werden können (Lauffer 1975, Forsdyke 1994, 1995a), besteht die Möglichkeit der Reaktion von Sense-Strang-abgeleiteten Proteinen mit den entsprechenden "nahe-Selbst"-Proteinen, die durch Antisense-Stränge kodiert werden. Sollte sich diese oder irgendeine andere Eigenschaft des Antisense-Proteins als vorteilhaft erweisen, dann bestünde die Möglichkeit einer weiteren evolutionären Selektion, die zu einer weiteren Modifikation sowohl von Sense- als auch von Antisense-abgeleiteten Proteinen führen könnte. Damit sich diese Gelegenheit jedoch ergeben kann, müssen wahrscheinlich zwei frühere evolutionäre Kräfte gewirkt haben. Zuerst, GC-Druck sollte das Genom so verändert haben, dass lange NSFs möglich waren. Zweitens sollte der Faltungsdruck ein Gleichgewicht mit anderen selektiven Kräften erreicht haben, die auf das Protein einwirken. Wie an anderer Stelle diskutiert (Forsdyke 1995b), kann sich ein DNA-Abschnitt, der für ein Protein kodiert, entweder durch

  • (i) Annahme eines geeigneten synonymen Codons oder
  • (ii) Ermöglichen einer konservativen Aminosäureänderung oder durch
  • (iii) Kodieren des Proteins in diskreten Einheiten (Exons), die durch Sequenzen unterbrochen sind, bei denen das Stamm-Schleifen-Potential weniger eingeschränkt ist (Introns).

Danksagung. Ich danke D. Bray vom StatLab der Queen's University für Ratschläge und I. Chaiken für die Unterstützung bei der Suche nach der frühen Antisense-Literatur. Die Arbeit wurde durch ein Stipendium des Medical Research Council of Canada unterstützt.

Alff-Steinberger C (1984)Beweis für ein kodierendes Muster auf dem nicht-kodierenden Strang des E coli Genom. Nukleinsäuren Res 12:2235-2241

Alff-Steinberger C (1987) Codon-Verwendung in Homo sapiens: Beweise für ein kodierendes Muster auf dem nichtkodierenden Strang und evolutionäre Implikationen der Dinukleotidunterscheidung. J Theor Biol 124:89-95

Barrai I, Scapoli C, Gambari R, Brugnoli F (1991)Frequenzen von Codons in Histonen, Tubulinen und Fibrinogen: Verzerrung aufgrund von Interferenz zwischen Transkriptionssignalen und Proteinfunktion. J Theor Biol 152:405-426

Biro J (1981a) Die komplementäre Kodierung einiger Proteine ​​als mögliche Quelle der Spezifität bei Protein-Protein-Interaktionen. Med-Hypothese 7:981-993

Biro J (1981b) Modelle der Genexpression basierend auf der sequentiellen komplementären Codierung einiger Hypophysenproteine. Med-Hypothese 7:995-1007

Blalock JE (1990)Komplementarität von Peptiden, die durch "Sense"- und "Antisense"-DNA-Stränge spezifiziert sind. Trends Biotechnologie 8:140-144

Blalock JE, Bost KL (1986)Die Bindung von Peptiden, die durch komplementäre RNAs spezifiziert werden. Biochem J 234:679-683

Blalock JE, Smith EM (1984)Hydropathische Antikomplementarität von Aminosäuren basierend auf dem genetischen Code. Biochem Biophys Res Commun 121:203-207

Bossi L, Roth JR (1980)Der Einfluss des Codon-Kontexts auf die Übersetzung des genetischen Codes. Natur 286:123-127

Clarke BL, Blalock JE (1991)Eigenschaften von Peptiden, die durch Antisense-Nukleinsäuren spezifiziert werden. In: Mol JNM, Van der Krol A (Hrsg.) Antisense-Nukleinsäuren und -Proteine . M Dekker AG, Basel, S. 169-185

Eberle AN, Huber M (1991)Antisense-Peptide von ACTH und MSH: Werkzeuge zur Rezeptorisolierung? In: Mol JNM, Van der Krol A (Hrsg.) Antisense-Nukleinsäuren und -Proteine . M. Dekker AG, Basel, S. 187-203

Eigen M, Schuster P (1978) Der Hyperzyklus. Ein Prinzip der natürlichen Organisation. Naturwissenschaft 65:341-369

Filipski J (1990)Evolution der DNA-Sequenz. Beiträge von Mutationsbias und Selektion zum Ursprung chromosomaler Kompartimente. Adv Mutagenese Res 2:1-54

Forsdyke DR (1994)Beziehung der Dosiskompensation des X-Chromosoms zur intrazellulären Selbst-/Nicht-Selbst-Unterscheidung: Eine Auflösung des Muller-Paradoxons? J Theor Biol 167:7-12

Forsdyke DR (1995a) Entropiegetriebene Protein-Selbstaggregation als Grundlage für die Selbst-/Nicht-Selbst-Unterscheidung im überfüllten Zytosol. J Biol Sys 3:273-287

Forsdyke DR (1995b) A stem-loop "kissing" model for the initiation of recombination and the origin of introns. Mol Biol Evolution 12:949-958.

Forsdyke DR (1995c[actually 1996]) Different biological species "broadcast" their DNAs at different (G+C)% "wavelengths". J Theor Biol 178:405-417.

Forsdyke DR (1995d) Relative roles of primary sequence and (g+C)% in determining the hierarchy of frequencies of complementary trinucleotide pairs in DNAs of different species. J Mol Evol 41: 573-581.

Goldstein A, Brutlag DL (1989) Is there a relationship between DNA sequences encoding peptide ligands and their receptors? Proc Natl Acad Sci USA 86:42-45

Ikehara K, Okazawa E (1993) Unusually biased nucleotide sequences in sense strands of Flavobacterium sp. genes produce nonstop frames on the corresponding antisense strands. Nukleinsäuren Res 21:2193-2199

Konecny J, Eckert M, Schoniger M, Hofacker GL (1993) Neutral adaptation of the genetic code to double-strand coding. J Mol Evol 36:407-416

Lauffer MA (1975) Entropy-Driven Processes in Biology . Springer-Verlag, New York

Meckler LB (1969) Specific selective interactions between amino acid residues of peptide chains. Biofizika 14:581-584

Merino E, Balbas P, Puente JL, Bolivar F (1994) Antisense overlapping open reading frames in genes for bacteria to humans. Nukleinsäuren Res 22:1903-1908

Moser M, Oesch B, Bueler H (1993) An antiprion protein? Natur 362:213-214

Murchie AIH, Bowater R, Aboul-ela F, Lilley DMJ (1992) Helix opening transitions in supercoiled DNA. Biochem Biophys Acta 1131:1-15

Nussinov R (1982) Some indications for inverse DNA duplication. J Theor Biol 95:783-793

Nussinov R (1984) Doublet frequencies in evolutionarily distinct groups. Nukleinsäuren Res 12:1749-1763

Ohno S, Yomo T (1991) The grammatical rule for all DNA: junk and coding sequences. Elektrophorese 12:103-108

Pradhu VV (1993) Symmetry observations in long nucleotide sequences. Nukleinsäuren Res 21:2797-2800

Ryan BF, Joiner BL (1994) Minitab Handbook . Wadsworth Publishing, Belmont, California. 3rd edition. pp 287-288

Shepherd JCW (1982) From primeval message to present day gene. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 47:1099-1108

Tomizawa J (1984) Control of ColE1 plasmid replication: the process of binding of RNA I to the primer transcript. Zelle 38:861-870

Tropsha A, Kizer JS, Chaiken IM (1992) Making sense of antisense: a review of experimental data and developing ideas on sense-antisense peptide recognition. J Molec Recog 5:43-54

Wada K, Aota S, Tsuchiya R, Ishibashi F, Gojobori T, Ikemura T (1990) Codon usage tabulated from the GenBank genetic sequence data. Nukleinsäuren Res 18:2367-2403

Yomo T, Ohno S (1989) Concordant evolution of coding and non-coding regions of DNA made possible by the universal rule of TA/CG deficiency-TG/CT excess. Proc Natl Acad Sci USA 86:8452-8456

Yomo T, Urabe I, Okada H (1992) No stop codons in the antisense strands of genes for nylon oligomer degradation. Proc Natl Acad Sci USA 89:3780-3784

Yomo T, Urabe I (1994) A frame-specific symmetry of complementary strand of DNA suggests the existence of genes on the antisense strand. J Mol Evol 38:113-120.

Zull JE, Smith SK (1990) Is genetic code redundancy related to retention of structural information in both DNA strands? Trends Biochemie 15:257-261

Zurückkehren zu: HomePage (Click Here)

Zurückkehren zu: Bioinformatics (Genomics) (Click Here)


Sense-antisense miRNA pairs constitute an elaborate reciprocal regulatory circuit

Antisense transcription of protein-coding genes has been increasingly recognized as an important regulatory mechanism of gene expression. However, less is known about the extent and importance of antisense transcription of noncoding genes. Here, we investigate the breadth and dynamics of antisense transcription of miRNAs, a class of important noncoding RNAs. Because the antisense transcript of a miRNA is likely to form a hairpin suitable as the substrate of ADARs, which convert adenosine to inosine in double-stranded RNAs, we used A-to-I RNA editing as ultrasensitive readout for antisense transcription of the miRNAs. Through examining the unstranded targeted RNA-seq libraries covering all miRNA loci in 25 types of human tissues, we identified 7275 editing events located in 81% of the antisense strand of the miRNA loci, thus uncovering the previously unknown prevalent antisense transcription of the miRNAs. We found that antisense transcripts are tightly regulated, and a substantial fraction of miRNAs and their antisense transcripts are coexpressed. Sense miRNAs have been shown to down-regulate the coexpressed antisense transcripts, whereas the act of antisense transcription, rather than the transcripts themselves, regulates the expression of sense miRNAs. RNA editing tends to decrease the miRNA accessibility of the antisense transcripts, therefore protecting them from being degraded by the sense-mature miRNAs. Altogether, our study reveals the landscape of antisense transcription and editing of miRNAs, as well as a previously unknown reciprocal regulatory circuit of sense-antisense miRNA pairs.

© 2020 Song et al. Published by Cold Spring Harbor Laboratory Press.

Figuren

Extensive editing of miRNA-ATs. (…

Extensive editing of miRNA-ATs. ( EIN ) Schematic of miRNA-AT identification via A-to-I…

The characterization of miRNA-ATs. (…

The characterization of miRNA-ATs. ( EIN ) Comparison of the number of miRNA-ATs…

miRNAs regulate the expression of…

miRNAs regulate the expression of miRNA-ATs. ( EIN ) Annotation of the regions…

RNA editing modulates miRNA-mediated regulation…

RNA editing modulates miRNA-mediated regulation of miRNA-ATs. ( EIN ) The percentage of…

Global pattern of expression of…

Global pattern of expression of sense–antisense miRNA pairs. ( EIN ) Schematic representation…

The act of antisense transcription,…

The act of antisense transcription, rather than the transcripts themselves, regulates the expression…

Schematic model of the regulatory…

Schematic model of the regulatory network of sense–antisense miRNA pairs. In a cell,…


Sense and antisense direction - final explanation - Let solve this finally! (Oct/02/2007 )

I would be pleased if someone with experience can help me in solving the problem regarding direction of reading of plasmid in order to get sense and antisense RNA probe for in situ RNA hybridization.

I am confused as I got two completely opposite answers from two molecular biologists. So, question is: how do I know which sequence I use for sense and which for antisense production. Take this example: I know orientation of my insert and I will use polymerase (T7, Sp6, or whatever, depending of plasmid) in the direction in which is exactly sense strand of DNA (+/+). Do I get senseRNA or antisenseRNA probe? Two mol. biologists confused me: one told me that plasmid DNA is recognized as any other DNA, in other words, if polymerase reads template (not sense) strand, than I would expect that reading in sense DNA direction produces senseRNA. However, I got information that in this commercial plasmids it is just opposite: one should understand that polymerase reads exactly the cloned strand (not template), so sense strand produces antisenseRNA. To make things even more complicated, one biologists told me that DNA during cloning can make flip/flop movement, so, sense and antisense can exchange places "laterally". (how is that possible? DNA should know which is 5 and which is 3 end?!). Theoretically, one could test that only by sequencing (as restriction enzymes cut both strands and this do not change orientation of cloned DNA).

well i think both are quite right, even if i don't figured it out completely.
The plasmid point of view tells you what is sense and antisense, according to gene nomenclature.

In commercial kit, i think it's mentionned antisense to figure that the probe you construct is perfectly annealing with the RNA you want to probe. So in this point of view, your probe is an antisense probe.

Well, let's start the with RNA rather than the DNA. Sense RNA is RNA which can be translated into protein by ribosomes. It has a 5' AUG codon and a 3' UAA, UGA, or UAG stop codon. There is no ambiguity about this.

Confusion starts with the DNA. A promoter makes a sense piece of RNA by copying a DNA strand which is its reverse complement. This is sometimes called the template strand. But if you are starting at the promoter and reading left to right, this template strand will the reverse complement of the sequence you normally read. I don't care what you call the two strands of DNA, but the one you normally read starting at the promoter is the same (except for the T->U difference) as the RNA strand. Now this strand is not the one which is actually used to produce the RNA (that is, it is not the template) but it is the one which is normally thought about. It will include a start codon ATG at the 5' end, and a stop codon TAA, TGA or TAG at the 3' end.

Thank you for answers, but one can still be confused. Lets take an example: sequence which I want to detect using in situ RNA hybridization is ATC TAG. This is, of course, ++ strand of the gene. I clone this in the plasmid, check orientation and now I know that on the "left" side of it I have T3 polymerase and on the "right" T7. In other words, T3 will go from A to G in my sequence and T7 goes in an opposite direction. BUT! Does T3 polymerase read "ATC TAG", making TAG ATC or it reads template of it, making "ATC TAG" (as in "normal", eucariotic cells). In the first case, I will get "antisense riboprobe" and in another "sense riboprobe"!
So, which polymerase gives sense and which antisense in this very example?

So, here is your plasmid:
5' <T3 promoter ----> ATCTAG <---- reverse complement of T7 promoter> 3'

The T3 promoter will make the RNA molecule 5' AUCUAG 3'. The T7 promoter will make the molecule 5' CUAGAU 3'. To detect the RNA sequence 5' AUCUAG 3' which I gather is what you want to do, you need the molecule 5' CUAGAU 3'. made from the T7 promoter, since this is the one which will hybridize with your desired target.

So, here is your plasmid:
5' <T3 promoter ----> ATCTAG <---- reverse complement of T7 promoter> 3'

The T3 promoter will make the RNA molecule 5' AUCUAG 3'. The T7 promoter will make the molecule 5' CUAGAU 3'. To detect the RNA sequence 5' AUCUAG 3' which I gather is what you want to do, you need the molecule 5' CUAGAU 3'. made from the T7 promoter, since this is the one which will hybridize with your desired target.

Vielen Dank. I got this answer from two sources and that was my opinion, too. Now I will take this as a rule.


Sense-antisense (complementary) peptide interactions and the proteomic code potential opportunities in biology and pharmaceutical science

Einführung: A sense peptide can be defined as a peptide whose sequence is coded by the nucleotide sequence (read 5' → 3') of the sense (positive) strand of DNA. Conversely, an antisense (complementary) peptide is coded by the corresponding nucleotide sequence (read 5' → 3') of the antisense (negative) strand of DNA. Research has been accumulating steadily to suggest that sense peptides are capable of specific interactions with their corresponding antisense peptides. Unfortunately, although more and more examples of specific sense-antisense peptide interactions are emerging, the very idea of such interactions does not conform to standard biology dogma and so there remains a sizeable challenge to lift this concept from being perceived as a peripheral phenomenon if not worse, into becoming part of the scientific mainstream.

Areas covered: Specific interactions have now been exploited for the inhibition of number of widely different protein-protein and protein-receptor interactions in vitro and in vivo. Further, antisense peptides have also been used to induce the production of antibodies targeted to specific receptors or else the production of anti-idiotypic antibodies targeted against auto-antibodies. Such illustrations of utility would seem to suggest that observed sense-antisense peptide interactions are not just the consequence of a sequence of coincidental 'lucky-hits'. Indeed, at the very least, one might conclude that sense-antisense peptide interactions represent a potentially new and different source of leads for drug discovery. But could there be more to come from studies in this area?

Expert opinion: Studies on the potential mechanism of sense-antisense peptide interactions suggest that interactions may be driven by amino acid residue interactions specified from the genetic code. If so, such specified amino acid residue interactions could form the basis for an even wider amino acid residue interaction code (proteomic code) that links gene sequences to actual protein structure and function, even entire genomes to entire proteomes. The possibility that such a proteomic code should exist is discussed. So too the potential implications for biology and pharmaceutical science are also discussed were such a code to exist.

Schlüsselwörter: antisense peptide genetic code peptide–peptide interactions peptide–protein interactions proteomic code sense peptide.


Sense and anti sense strand - Biology

Will a mutation on the SENSE strand changes anything? During replication, it is only the ANTI-sense strand is transcribed.

Answered By Dr. Amandeep T

A mutation in the "sense" strand will affect the next generation if its in the "sense" strand of the DNA of germ cells, given the situation that the mutation does not get repaired by the DNA repair mechanisms of that cell.

Answered By Leora C

To add to Dr. Amandeep&rsquos answer, yes, it could change things. It would be dependent upon which cells the mutation occurred in. If the mutation occurred in a germ cell, and wasn&rsquot repaired, a mutation would show up in both the sense and anti-sense strands as that DNA is replicated due to the strands needing to form chemical bonds with one another. Even though the anti-sense strand is being transcribed, it must match up with the nucleotides of the sense strand. What would also matter would be if the DNA in question is in a coding region of the DNA (exon).

Answered By Manasa R

In basic transcription, not ocnsidering anythign else, the mutation to the sense strand wont change anything, a mutation to the anti-sense strand definetly would change it because it would affect the amino acid that would pair with it (codon).

Answered By manjula b

LET US BEGIN WITH AN EXAMPLE OF MUTATION IN SENSE STRAND OF DNA , IF A SPELLING ERROR OCCURS (GCA &ndashGCT) IN WHICH AN &ldquoA&rdquo IS REPLACED BY AT IN THS SENSE STRAND , CAUSING COMPLEMETERY CHANGES IN THE ANTISENSE DNA STRAND ALSO.( CGT &ndashCGA)

DURING TRANSCRIPTION m RNA CHANGES FROM GCA TO GCU.

BUT NO CHANCES OCCUR IN THE AMINO ACID BECAUSE OF THE INHERENT REDUNDANCY IN DNA CODE.

SO , ITS ALL DEPEND UPON THE TYPE OF CELL WHERE IN THE MUTATION TAKES PLACE : SOMATIC OR GERM CELL .

MOST SOMATIC CELL MUTATION HAVE NO PRACTICLE IMPACT ON THE ORGANISM.

IF MUTATION TAKES PLACE IN GERM CELL THAT IS FERTILIZED , THE MUTATION IS PRESENT IN ALL THE CELLS OF THE OFFSPRING AND WELL PASSED ON TO THE NEXT GENERATION.

Answered By manjula b

LET US BEGIN WITH AN EXAMPLE OF MUTATION IN SENSE STRAND OF DNA , IF A SPELLING ERROR OCCURS (GCA &ndashGCT) IN WHICH AN &ldquoA&rdquo IS REPLACED BY "T" IN THS SENSE STRAND , CAUSING COMPLEMETERY CHANGES IN THE ANTISENSE DNA STRAND ALSO.( CGT &ndashCGA)

DURING TRANSCRIPTION m RNA CHANGES FROM GCA TO GCU.

BUT NO CHANCES OCCUR IN THE AMINO ACID BECAUSE OF THE INHERENT REDUNDANCY IN DNA CODE.

SO , ITS ALL DEPEND UPON THE TYPE OF CELL WHERE IN THE MUTATION TAKES PLACE : SOMATIC OR GERM CELL .

MOST SOMATIC CELL MUTATION HAVE NO PRACTICLE IMPACT ON THE ORGANISM.

IF MUTATION TAKES PLACE IN GERM CELL THAT IS FERTILIZED , THE MUTATION IS PRESENT IN ALL THE CELLS OF THE OFFSPRING AND WELL PASSED ON TO THE NEXT GENERATION.